ژنگان‌های ناقص ویروسی: عوامل پیش برنده کلیدی در برهمکنش بین ویروس و میزبان

نوع مقاله : مقاله ترویجی

نویسنده

هیئت علمی دانشکده زیست شناسی دانشگاه تهران

چکیده

ویروس‌ها اغلب در محیط‌های خشن میزبان زنده می‌مانند اما، با در نظر گرفتن منابع ژنگانی محدود ویروس‌ها، اطلاعات ما درباره تدابیری که آن‌ها برای سازگاری و بقا اتخاذ می‌کنند، ناچیزاست. ما اکنون در آغاز راه برای درک تطبیق پذیری حیرت انگیز ژنگانهای ویروسی هستیم و اینکه چگونه واریانت های ویروسی که به صورت کارآمد یا ناکارآمد تکثیر می‌شوند، می‌توانند روش‌هایی برای سازگاری، فرار از سیستم ایمنی و تداوم ویروس فراهم کنند. این مقاله، دانش کنونی ما را در مورد انواع ژنگانهای ناقص ویروسی که طی تکثیر ویروس‌های RNA دار ایجاد می‌شوند و عملکردهای آن‌ها جمع بندی می‌کند. ما بر عمومیت وتنوع ژنگان‌های ناقص ویروسی در عفونت‌ها تاکید می‌کنیم و درباره نقش پیش بینی شده آن‌ها در حفظ یک جمعیت ویروسی سازگار با محیط میزبان، اثر آن‌ها بر سلامت جانوران و انسان و ظرفیت آن‌ها برای استفاده به عنوان ابزارهای پاد ویروسی بحث می‌کنیم.

کلیدواژه‌ها


عنوان مقاله [English]

Defective viral genomes are key drivers of the virus-host interaction

نویسنده [English]

  • Vahideh Hasanzadeh
University of Tehran
چکیده [English]

Viruses survive often harsh host environments, yet we know little about the strategies they utilize to adapt and subsist given their limited genomic resources. We are beginning to appreciate the surprising versatility of viral genomes and how replicationcompetent and -defective virus variants can provide means for adaptation, immune escape and virus perpetuation. This Review summarizes current knowledge of the types of defective viral genomes generated during the replication of RNA viruses and the functions that they carry out. We highlight the universality and diversity of defective viral genomes during infections and discuss their predicted role in maintaining a fit virus population, their impact on human and animal health, and their potential to be harnessed as antiviral tools.

کلیدواژه‌ها [English]

  • sub-viral particles
  • virus-host defective
  • viral genomes
  • interactions hypermutations

ژنگان‌های ناقص ویروسی: عوامل پیش برنده کلیدی در برهمکنش بین ویروس و میزبان

وحیده حسن زاده*

تهران، دانشگاه تهران، دانشکده زیست شناسی

چکیده

ویروس‌ها اغلب در محیط‌های خشن میزبان زنده می‌مانند اما، با در نظر گرفتن منابع ژنگانی محدود ویروس‌ها، اطلاعات ما درباره تدابیری که آن‌ها برای سازگاری و بقا اتخاذ می‌کنند، ناچیزاست. ما اکنون در آغاز راه برای درک تطبیق پذیری حیرت انگیز ژنگانهای ویروسی هستیم و اینکه چگونه واریانت های ویروسی که به صورت کارآمد یا ناکارآمد تکثیر می‌شوند، می‌توانند روش‌هایی برای سازگاری، فرار از سیستم ایمنی و تداوم ویروس فراهم کنند. این مقاله، دانش کنونی ما را در مورد انواع ژنگانهای ناقص ویروسی که طی تکثیر ویروس‌های RNA دار ایجاد می‌شوند و عملکردهای آن‌ها جمع بندی می‌کند. ما بر عمومیت وتنوع ژنگان‌های ناقص ویروسی در عفونت‌ها تاکید می‌کنیم و درباره نقش پیش بینی شده آن‌ها در حفظ یک جمعیت ویروسی سازگار با محیط میزبان، اثر آن‌ها بر سلامت جانوران و انسان و ظرفیت آن‌ها برای استفاده به عنوان ابزارهای پاد ویروسی بحث می‌کنیم.

واژگاه کلیدی: ذرات زیرویروس، ژنگان های ناقص ویروسی، برهمکنش ویروس – میزبان بیش‌جهش‌ها

مترجم مسئول، پست الکترونیکی: [email protected]

 

ویروس‌ها میکروارگانیسم‌های بسیارانعطاف پذیری هستند که می‌توانند خود را با محیط پیچیده ایمنی و فیزیولوژیکی میزبان وفق دهند و زنده بمانند. شواهد رو به افزایشی نشان می‌دهد که ویروس‌ها می‌توانند طی تکثیر اشکال تغییر یافته‌ای از ژنگان خود را به عنوان ابزاری برای سازش با چالش‌های محیطی تولید کنند. در حالی که ژنگان استاندارد همه پروتئین‌های لازم برای استمرار تکثیر ویروس را رمزگذاری می‌کند، واریانت‌های ویروسی جهش‌های تصادفی حمل می‌کنند که می‌توانند توانایی ویروس را برای سازش با شرایط جدید افزایش دهند (1). به علاوه، ژنگان‌های ناقص ویروسی[1] و یک خانواده در حال گسترش از ذرات زیرویروسی[2] (جعبه 1) که یا از جهش‌های کوچک و یا از کوتاه شدگی‌های اساسی و تغییرات ژنگان ویروسی ناشی می‌شوند، باعث می‌شوند ویروس نتواند در غیاب یک ویروس کمکی کامل، برای جبران عملکردهای از دست رفته، یک چرخه کامل تکثیر را تمام کند.

ژنگان‌های ناقص ویروسی در اواخر دهه چهل میلادی توسط پِرِبِن وُن مَگنوس[3] به صورت ویروس‌های ناقص آنفلونزایی شناسایی شدند که می‌توانستند در تکثیر ویروس نوع وحشی مداخله کنند (2). دو دهه پس از کشف آن‌ها، آلیس هوانگ[4] و دیوید بالتیمور[5] نام ذرات ناقص مداخله گر[6] را برای تعریف ذرات ویروسی که پروتئین‌های ساختاری طبیعی دارند اما تنها بخشی از ژنگان ویروسی را حمل می‌کنند، ابداع کردند. به علاوه، آن‌ها تصریح کردند که ذرات ناقص مداخله گر تنها می‌توانند در حضور یک ویروس کمکی تکثیر شوند و آن‌ها در تکثیر ویروس هومولوگ و سالم درون سلول مداخله می‌کنند (3). هوانگ و بالتیمور معتقد بودند که ذرات ناقص مداخله گر نقش جدی در سوق دادن به سمت بیماری زایی ویروسی ایفا می‌کنند. مطالعات بعدی با استفاده از ذرات ناقص مداخله گر آشکار کرد که این ذرات ویروسی بیماری زایی را درزیوه[7] کاهش می‌دهند (4، 5)، طی عفونت در شیشه سطوح بالایی از اینترفرون[8] القا می‌کنند (8-6) و به ماندگاری درشیشه (16-9) و درزیوه ویروس کمک می‌کنند (17، 18). اما، علی رغم حضور فراگیر و عملکردهای مهم این ژنگانهای ناقص، نبود فناوری مناسب برای شناسایی ذرات ناقص مداخله گر در عفونت‌ها درزیوه به این باور عمومی منجر شد که ذرات ناقص مداخله گر و ژنگانهای ناقص ویروسیِ آن‌ها عمدتاً محصول تکثیر ویروس درشیشه است و به عفونت‌های طبیعی ویروسی مربوط نمی‌شود (19، 20). در اواخر دهه نود میلادی، تحقیق درباره ژنگانهای ناقص ویروسی به شدت کاهش یافت و به استفاده از آن‌ها به عنوان ابزاری جهت مطالعه تکثیر ویروس یا به عنوان پادویروس های بالقوه محدود شد.

امروزه، ژنگان‌های ناقص ویروسی برای اغلب ویروس‌های RNA دار توصیف شده‌اند و پیشرفت‌های فنی در تعیین نقش آن‌ها به عنوان پیام‌های خطر جهت به کار انداختن مصونیت پاد ویروسی در بسیاری از عفونت‌ها سهیم بوده است. به علاوه، ما تازه در آغاز راه برای درک اثر آن‌ها بر پیامدهای بالینی عفونت‌های طبیعی و تکامل ویروس‌ها هستیم. ما همچنین شاهد پیشرفت‌های سریعی در درک سازوکارهای مولکولی هستیم که تولید ژنگانهای ناقص ویروسی را تنظیم می‌کنند و سازوکارهایی که نقش‌های متناقض آن‌ها را در ایجاد مصونیت پادویروسی و ماندگاری ویروس توضیح می‌دهند.

در این مقاله، ما شواهدی را مرور می‌کنیم که پس از افزون بر نیم قرن مطالعه بر روی تولید و فعالیت ژنگانهای ناقص ویروسی هنگام عفونت با ویروس‌های RNA دار جمع آوری شده‌اند و بر پیشرفت‌های جدیدی تاکید می‌کنیم که اثر جدی آن‌ها را بر پویایی و تکامل ویروس طی برهمکنش‌های کوتاه و بلند مدت بین میزبان و ویروس نشان می‌دهد.

دسته‌ها، انواع ، ساختارها و تنوع

انواع متفاوت ژنگانهای ناقص ویروسی با نوع تغییرات ژنگانی تعریف می‌شوند. توالی‌یابی نسل بعد (next generation sequencing) آشکار کرده است که در برخی عفونت‌ها تنوع زیادی از گونه‌های ژنگان ناقص ویروسی وجود دارد و مطالعات جدید به تدریج عملکردهای متمایز این ژنگانهای ناقص ویروسی متفاوت را روشن می‌کنند.

 

جعبه 1 - خانواده در حال گسترش ذرات زیر ویروسی (sub-viral particles)

علاوه بر ژنگانهای ناقص ویروسی، تعداد رو به افزایشی از واریانت های ذرات ویروسی و عوامل زیر ویروسی (sub-viral agents) در ویروس‌های گیاهان، بندپایان و پستانداران کشف شده‌اند. این ذرات ویروسی شامل ویروئیدها، ویروس‌های ماهواره‌ای، ویروفاژها و وزیکول‌های شبه ویروسی خارج سلولی (viral-like extracellular vesicles) می‌شود. تعریف این ذرات عمدتاً به دلیل ویژگی‌های مشترک آن‌ها، گاهی مبهم به نظر می‌آید. به طور کلی، عوامل زیرویروسی، مشابه ژنگانهای ناقص ویروسی، برای تکثیر و انتشار به تکمیل با ویروس استاندارد وابسته هستند. اما تفاوت‌ها در نیازمندی‌های آن‌ها برای تکمیل، ویروس هدف و یکسانی توالی با ویروس کمکی‌شان برای زیر طبقه بندی آن‌ها استفاده می‌شود. در اینجا، ما تعریف‌های کنونی از ذرات زیرویروسی را ارائه و بر جنبه‌هایی تاکید می‌کنیم که آن‌ها را از ذرات ناقص مداخله گر و ژنگانهای ناقص آن‌ها متمایز می‌کند.

ویروس‌های ماهواره‌ای نخست در ویروس‌های گیاهی به عنوان RNA های خطی یا حلقوی  به طول 1800-200 نوکلئوتید توصیف شدند که برای انتشار به یک ویروس کمکی نیاز دارند اما در توالی با ویروس کمکی خویشاوند نیستند. ویروس‌های ماهواره‌ای عموماً برای تکثیر ویروس کمکی غیر ضروری هستند (192، 193). آن‌ها از RNA های ماهواره‌ای متفاوت هستند؛ زیرا یک پروتئین رمزگذاری می‌کنند که RNA ماهواره‌ای را در ویریون‌ها بسته بندی می‌کند. RNA های ماهواره‌ای می‌توانند در تکثیر ویروس کمکی خود مداخله کنند و بیماری را تضعیف یا تشدید کنند. یک مثال از ویروس‌های ماهواره‌ای ویروس نکروز تنباکو (satellite tobacco necrosis virus) است (194). این ویروس RNA دار تک رشته‌ای مثبت تکثیر ویروس کمکی خود را سرکوب می‌کند و نشانه‌های ویروس نکروز تنباکو را بهبود می‌بخشد (195).

ویروئیدها با ویروس‌های ماهواره‌ای متفاوت هستند چرا که آن‌ها هیچ پروتئینی را رمزگذاری نمی‌کنند، برای تکثیر به ویروس کمکی نیاز ندارند و فاقد کپسید هستند. ویروئیدها یک ژنگان RNA حلقوی به طول 400-200 نوکئلوتید دارند که بسیار مکمل و دارای ساختار است. آن‌ها به گونه‌ای سازش یافته‌اند تا تمام چرخه حیات خود را از طریق برهمکنش با دستگاه سلول میزبان پیش برند (196، 197).

ویروفاژها ویروس‌های DNA دار دو رشته‌ای به طول 30-15 کیلو باز هستند که به طور طبیعی ذرات بیست وجهی (icosahedral particles) تولید می‌کنند و برای انتشار انگل ویروس‌های DNA دار دو رشته‌ای غول پیکر (giant dsDNA viruses)(می‌می ویروس‌ها (mimiviruses) و سایر ویروس‌ها) می‌شوند. ویروفاژها کارخانه ویروس غول پیکر را آلوده می‌کنند و به ویروس غول پیکر آسیب می‌رسانند (198). اولین ویروفاژ کشف شده، به نام اسپوتنیک (Sputnik)، همراه با ماما ویروس اکانتامبا کاستلانی (Acanthamoeba  castellanii mamavirus) یافت شد که در انتشار آن مداخله می‌کرد (199). چند ویروفاژ دیگر و نیز تعداد زیادی ویروفاژ نامزد از آن زمان تا کنون شناسایی شده‌اند (195، 198، 200). مطالعات جدید نشان می‌دهند که ویروفاژها می‌توانند به ویروس‌های DNA دار واقعی شبیه باشند (201) و طبقه بندی مجدد آن‌ها به عنوان یک خانواده ویروسی جدا پیشنهاد شده است (195).

وزیکول‌های شبه ویروسی خارج سلولی طی عفونت‌های ویروسی تولید می‌شوند و بر خلاف سایر وزیکول‌های خارج سلولی حاوی پروتئین‌های ویروسی و اسیدهای نوکلئوید هستند اما فاقد پروتئین کپسید یا ژنگانهای ویروسی هستند و در نتیجه عفونی نیستند. این وزیکول‌ها هم در ویروس‌های RNA دار و هم در ویروس‌های DNA دار از جمله ویروس هرپس سیمپلکس 1(herpes simplex virus-1)، ویروس هپاتیت C یا ویروس هرپس همراه با بیماری سارکوم کاپوسی (Kaposi's sarcoma-associated herpes virus)  توصیف شده‌اند. وزیکول‌های شبه ویروسی خارج سلولی با تسهیل ارتباط بین سلول‌ها و افزایش عفونت ویروسی نقش‌های عملکردی طی عفونت‌ها ایفا می‌کنند (204-202).

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


جهش‌های نقطه‌ای، بیشجهش‌ها (hypermutations) و تغییر چارچوب. در حالی که نخستین ژنگانهای ناقص ویروسی که شناسایی و از ژنگان نوع وحشی ویروس متمایز شدند فاقد بخش‌های بزرگی از ژنگان بودند (25-21)، تعدادی از انواع ژنگان ناقص ویروسی وجود دارد که در آن‌ها تغییرات اساسی ژنگانی دیده نمی‌شود. جهش‌های نقطه‌ای در ویروس‌های RNA دار می‌توانند، به دلیل ماهیت بسیار فشرده سازمان دهی ژنگان آن‌ها، به تغییرات مضر منجرشود. در واقع، عمده جهش‌های تصادفی، یا کشنده هستند و یا، همان طور که برای ویروس استوماتیت وزیکولی (vesicular stomatitis virus (VSV))(26)، ویروس فلج اطفال (27) و ویروس آنفلونزا (28) مشاهده شده است، هزینه برازندگی (fitness cost) زیادی ایجاد می‌کنند. در حالی که طبیعتاً درک شده است که جهش‌های مضر به ایجاد ژنگانهای ناقص منجر می‌شود، از نظر تاریخی، این نوع ژنگانها، ژنگان‌های ناقص ویروسی در نظر گرفته نشدند. ژنگانی که در ژن رمزگذار یک پروتئین ساختاری یک جهش مضر حمل می‌کند می‌تواند همانندسازی کند اما نمی‌تواند به درستی سرهم شود؛ در حالی که یک جهش مضر در آنزیم رپلیکاز، ژنگانی تولید می‌کند که می‌تواند پروتئین‌های ساختاری و سرهم بندی مناسب را بسازد اما نمی‌تواند همانند سازی کند. هر کدام از این ژنگانهای ناقص می‌تواند برای جبران عملکرد از دست رفته خود از عملکردهای یک ویروس کامل که همزمان سلول را آلوده کرده است، استفاده کند و بدین ترتیب در عملکرد ویروس کامل مداخله کند. در واقع، مطالعاتی که در آن‌ها نرخ جهش در یک جمعیت ویروسی از زیست پذیری به غیر زیست پذیری افزایش یافته است، آشکار کرده است که RNA های ناقصی که پیش از نابودی جمعیت ظاهر می‌شوند با همانند سازی ژنگان نوع وحشی ویروس مداخله می‌کنند (29، 30). بیش جهش‌ها و جهش‌هایی که به تغییر چارچوب منجر می‌شوند نیز به ایجاد ویروس‌های ناقص می‌انجامند (31) (شکل 1a). یک مثال مربوط به جهش‌هایی است که توسط پروتئین سلولی APOBEC3G در پرورتروویروس‌ها (pro-retroviruses) وارد می‌شود (32).

 

 

 

شکل 1 دسته‌های ژنگانهای ناقص ویروسی: a) جهش‌ها در ژنگانهای ویروسی می‌توانند به تولید ژنگانهای ناقص منجر شوند. این جهش‌ها می‌توانند جهش‌های نقطه‌ای، بیش جهش‌ها یا جهش‌های تغییر چارچوب باشند که همانند سازی ویروس، بیان پروتئین ویروسی و/یا عملکرد پروتئین ویروسی را تغییر می‌دهد. b) ژنگان‌های ناقص ویروسی از نوع حذفی زمانی دیده می‌شود که طی هماند سازی پلیمراز بخشی از ژنگان را نادیده می‌گیرد و یک نسخه کوتاه شده از ژنگان تولید می‌کند. ژنگان‌های ناقص ویروسی حذفی می‌توانند نوآرایی‌های ژنگانی و مضاعف شدگی ژنی را نیز شامل شوند. حذف معمولاً به از دست رفتن یا تغییر بیان یک یا چند ژن منجر می‌شود. c) ژنگان‌های ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره و عکس دوباره در ویروس‌های RNA دار رشته‌ای منفی زمانی تولید می‌شوند که یک توالی به صورت مکمل و معکوس مضاعف می‌شود و ساختارهایی مانند دسته تابه برای ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره یا ساختارهای سنجاق سری برای ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع عکس دوباره ایجاد می‌کند. این مضاعف شدگی هنگامی روی می‌دهد که پلیمراز از رشته الگو جدا و به رشته نوساخته متصل می‌شود و انتهای ژنگان نوساخته را دوباره کپی می‌کند. بیشتر ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره و عکس دوباره‌ای که توصیف شده‌اند از انتهای 5' ژنگان تولید شده‌اند  و در آن‌ها انتهای مکمل یک مضاعف شدگی از ناحیه ترجمه نشدنی (untranslated region (UTR)) حمل می‌کند. در مدل نشان داده شده در شکل، در ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره درجات مختلفی از جفت شدگی  را می‌توان در ژن Z یافت. این نوع ژنگان‌ها رونویسی نمی‌شوند اما می‌توانند توسط پلیمراز ویروسی همانند سازی شوند.

 

پروتئین APOBEC3G نوکلئوتید های دئوکسی سیتیدین را در DNA ویروسی دآمینه می‌کند و باعث ایجاد بیش جهش‌هایی می‌شود که با توانایی ژنگان ویروس در ادغام در ژنگان میزبان و همانندسازی مداخله می‌کند. جالب اینکه، در مقابل یک فعالیت مداخله گر برای این پروویروس‌های جهش یافته، پیشنهاد شده است که پروویروس های ناقص برازندگی را افزایش می‌دهد و تکمیل بین آن‌ها ماندگاری ویروسی و بیماری زایی را پیش می راند (33، 34).

حذف‌ها. گونه‌های ژنگانی ویروسی که معمولاً به نام ژنگانهای ناقص ویروسی خوانده می‌شوند، ژنگان‌های کوتاه شده‌ای هستند که از حذف‌های بزرگ داخلی طی همانند سازی ویروس ناشی می‌شوند. ژنگان‌های ناقص ویروسی از نوع حذفی اغلب یک کوتاه شدگی بزرگ دارند که چند یا همه ژن‌های ضروری برای تکثیر را حذف می‌کند در حالی که پایانه‌های 5' و 3' و سایر عناصر ساختاری RNA را که برای اتصال پلیمراز، همانند سازی و/یا بسته بندی لازم است، حفظ می‌کند (37-35). واریانت هایی نیز وجود دارند که به نظر می‌رسد نتیجه چند اتفاق نوترکیبی و نوآرایی مانند حذف، درج، مضاعف شدگی و حتی وارونگی بخشی از ژنگان باشند. این ژنگانهای ناقص موزائیک خوانده می‌شوند (40-38) (شکل 1b).

کپی‌های دوباره[9]. ژنگان‌های ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره و عکس دوباره[10] ژنگانهای نوآرایی شده‌ای هستند که در آن‌ها یک توالی به صورت مکمل و معکوس مضاعف شده است تا ساختارهای ساقه مانند نظری ایجاد کند (ساختارهایی مانند دسته تابه برای ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره یا ساختارهای سنجاق سری برای ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع عکس دوباره) (43-41). ژنگان‌های ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره در بسیاری از ویروس‌های RNA دارِ رشته‌ای منفی گزارش شده‌اند و در فرایندی که ژنگانهای ناقص ویروسی با پایانه‌های 3' و 5' مکمل تولید می‌کند، از پایانه 5' ژنگان ایجاد شده‌اند (44، 45). اگر ناحیه مکمل ژنگان ناقص ویروسی شامل تقریباً تمام توالی شود، ژنگان ناقص ویروسی عکس دوباره خوانده می‌شود (43) (شکل 1c). پیش بینی می‌شود که ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره زمانی تولید می‌شوند که RNA پلیمراز وابسته به [11]RNA ویروسی از الگو جدا و به رشته نوساخته متصل می‌شود و انتهای ژنگان را دوباره کپی می‌کند (46-42).

تنوع ژنگان ناقص ویروسی طی عفونت. به طور تاریخی، دانشمندان بر این باور بودند که تنها برخی از ویروس‌ها ژنگانهای ناقص تولید می‌کنند و برای هر ویروس تنها یک یا چند ژنگان ناقص وجود دارد. اغلب مطالعات بر عفونت‌هایی با تعدد عفونت[12] بالا متکی بودند شرایطی که برای ظهور حذف‌های بزرگ (در نتیجه ژنگانهای ناقص ویروسی کوچک‌تر) مساعد است؛ حذف‌هایی که به دلیل زمان همانند سازی کمتر می‌توانند به سرعت در رقابت با ژنگان کامل و بزرگ‌تر پیروز شوند. به علاوه، این تحقیقات بر روش‌هایی با حساسیت تشخیصی پایین (مانند دیدن و تخلیص روی ژل‌های آگاروز) که تنها ژنگانهای ناقص ویروسی فراوان‌تر را جدا می‌کند، متکی بود. اما از دهه هشتاد میلادی شواهد مبنی بر وجود جمعیت‌هایی از گونه‌های متمایز ژنگانهای ناقص ویروسی در یک عفونت گزارش شد (45، 47). ما امروزه می دانیم که تنوع ژنگانهای ناقص ویروسی بسیار بیشتر از آن است که در ابتدا ارزیابی می‌شد و برخی از ژنگانهای ناقص ویروسی، احتمالاً با حفظ ویژگی‌هایی چون پیام‌های بسته بندی و عناصر همانند سازی که مزیت تکثیر می‌دهند یا با اکتساب توانایی مداخله در همانند سازی واریانت های دیگر، بهتر می‌توانند به وفور برسند. توالی یابی نسل بعد آشکار کرده است که ژنگانهای ناقص ویروسی عملاً در همه جمعیت‌های ویروسی حضور دارند و تنوع ژنگانهای ناقص ویروسی گسترده است اما فراوانی نسبی هر حذف یا نوآرایی متغیر است؛ چیزی که احتمالاً نشان می‌دهد عوامل متنوعی تولید ژنگان ناقص ویروسی و تجمع آن را پیش می‌برند. استفاده از فناوری توالی یابی تک سلول امکان کمی یابی دقیق فراوانی و تنوع ژنگانهای ناقص ویروسی را در یک سلول آلوده فراهم خواهد کرد و داده‌هایی در مورد توزیع واریانت های ژنگان ناقص ویروسی در یک جمعیت سلولی به دست خواهد داد.

از آنجا که اغلب ابزارهای هم تراز سازی توالی یابی نسل بعد خوانش های با بیش از دو جفت باز ناجور را فیلتر می‌کنند، خوانش های مربوط به نقاط شکست حذف‌ها یا اتصلات نوآرایی‌ها هنگام هم ترازسازی ژنگان نوعی ویروس فیلتر می‌شوند. آنالیز دوباره خوانش های فیلتر شده این مشخصه‌های ژنگان ناقص ویروسی را شناسایی خواهد کرد. با توجه روز افزون به این بخش نادیده گرفته شده از جمعیت ویروسی، ابزارهای رایانه‌ای مانند ViReMa (48)، DI-tector (49) و VODKA (50) ظهور پیدا کرده‌اند. این ابزارها خوانش هایی را که ممکن است به توالی‌های ویروسی حاصل از نوآرایی مربوط باشند، دوباره بررسی و امکان ارزیابی بهتر تنوع ژنگان ناقص ویروسی را فراهم می‌کند. امروزه یکی از چالش‌های داده‌های توالی یابی نسل بعد تمایز بین ژنگانهای ناقص ویروسی واقعی و خطای زمینه‌ای توالی یابی نسل بعد، کمی یابی فراوانی نسبی هر ژنگان ناقص ویروسی نسبت به ویروس کامل و نورمالایز کردن بین نمونه‌ها و دورهای[13] توالی یابی است؛ مسائلی که مشابه آنالیز ترانسکریپتومِ ایزوفرم های ژنتیکی است. به علاوه، با افزایش مجموعه داده‌ها و نمونه‌ها روشن شده است که گونه‌های ژنگان ناقص ویروسی که در میزبان‌ها و نوع سلول‌های متفاوت تولید می‌شوند الزاماً یکسان نیستند و عوامل تعیین کننده این تفاوت‌ها هنوز کشف نشده‌اند.

سازوکارهای تولید ژنگان ناقص ویروسی

تا مدت‌ها ژنگانهای ناقص ویروسی نتیجه خطاهای تصادفی RNA پلیمراز ویروسی پنداشته می‌شدند؛ زیرا این آنزیم فاقد فعالیت تصحیح است. اما شواهد جدید پیشنهاد می‌کنند که عوامل دیگری تولید ژنگان ناقص ویروسی را کنترل می‌کند و این راه را برای دستکاری تولید آن‌ها با اهداف درمانی باز می‌کند.

محصولات تصادفی یا رمزگذاری شده در ژنگان ویروسی؟ در حالی که ژنگانهای ناقص ویروسی توسط بسیاری از ویروس‌ها تولید می‌شوند، سازوکارهای مولکولی که تولید آن‌ها را کنترل می‌کنند، به خوبی شناخته نشده‌اند. یک نظریه غالب این است که ژنگانهای ناقص ویروسی از خطاهای تصادفی ایجاد می‌شوند که طی همانند سازی ویروس در تیترهای ویروسی بالا به دلیل ترکیبی از فقدان فعالیت تصححیح پلیمراز ویروس و حضور واریانت هایی با وفاداری کمتر که به ایجاد حذف‌ها کمک می‌کنند، رخ می‌دهد. در حمایت از این نظریه، آنالیزها با استفاده از رویکردهای توالی یابی عمیق آشکار کرد که چند گونه از ژنگانهای ناقص ویروسی طی عفونت تولید می‌شوند. به عنوان مثال، در عفونت‌ها با ویروس خانه گله[14]، یک ویروس RNA دار رشته‌ای مثبت، توالی یابی Click Seq و نانوپور یک جمعیت بزرگ و به نظر تصادفی از ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع حذفی را در ابتدای عفونت شناسایی کردند (48).

جعبه 2 واژه نامه

ذرات وُن مگنوس. ذرات ناقص ویروس انفلونزا با توانایی مداخله در تکثیر ویروس هومولوگ که توسط پربن وُن مگنوس در سال 1947 کشف شد.

ذرات ناقص مداخله گر. ذرات ویروسی حاوی بخشی از ژنگان ویروسی که تنها در حضور یک ویروس کمکی می‌تواند تکثیر شود و با تکثیر ویروس هومولوگ و سالم در درون سلول مداخله می‌کند.

ژنگان‌های ناقص ویروسی. ژنگان‌های ویروسی که در نبود یک ویروس استاندارد که همزمان سلول را آلوده کرده است نمی‌توانند همانند سازی کند. ژنگان‌های ویروسی با جهش‌ها، حذف‌ها یا انواع  نوآرایی‌های ژنی ایجاد می‌شوند.

RNA پلیمراز وابسته به RNA. آنزیم ویروسی که RNA ویروسی را طی تکثیر ویروس کپی می‌کند.

تعدد عفونت. نسبت ویروس عفونی به سلول‌های هدف

ذرات درمانی مداخله گر. ژنگان‌های ناقص ویروسی مصنوعی با فعالیت مداخله گری قوی که به عنوان درمان برای رقابت با ویروس‌های استاندارد پیشنهاد شده‌اند.

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

به علاوه، آنالیزهای توالی یابی نمونه‌های بینی و حلق افراد آلوده به ویروس آنفلونزا یا عفونت با متاپنوموویروس انسانی[15] یا ویروس سرخک درشیشه چند گونه ژنگان ناقص ویروسی را در این عفونت‌ها آشکار کرد (53-51). اما، بر خلاف ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع حذفی یا جهش نقطه‌ای، ژنگان‌های ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره غالباً به صورت جمعیت‌های غالب و متمایز در یک سلول یا بافت آلوده یافت می‌شوند و به نظر می‌رسد در عفونت‌های مستقل با همان ویروس والدی (54، 55) یا با سویه‌های ویروسی متفاوت (56)، همان ژنگان ناقص از نوع کپی دوباره تولید می‌شود. اثبات وجود نقاط داغ[16] برای تولید ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره از ویروس سین سیشیال تنفسی[17] و شناسایی نوکلئوتید های خاصی که معین می‌کنند کجا ژنگان‌های ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره بار دیگر متصل شوند، نشان می‌دهد که تولید ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره کاملاً تصادفی نیست اما در عوض توالی‌های خاصی که در ژنگان ویروس رمزگذاری شده‌اند تشکیل آن‌ها را هدایت یا تسهیل می‌کنند (50). در حمایت از این فرضیه، رویکردهای توالی یابی عمیق جمعیت‌های غالب و متمایزی از ژنگان ناقص ویروسی را در عفونت‌هایی با ویروس پاراآنفلونزا 5 [18] و ویروس استوماتیت وزیکولی آشکار کرده‌اند (57، 58). طی عفونت با آنفلونزا،  تشابهات توالی بین نواحی 5' و 3' که نواحی حذف را در ژنگان ناقص ویروسی احاطه می‌کنند، گزارش شده است (51، 59)؛ این پیشنهاد می‌کند که در تولید ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع حذفی نیز تا حدی حفاظت شدگی وجود دارد. این مشاهدات نشان می‌دهد که حداقل در برخی از عفونت‌ها، تولید ژنگانهای ناقص ویروسی یک فرایند کاملاً تصادفی نیست و در عوض توالی‌هایی که توسط ویروس رمزگذاری می‌شوند به  تولید و/ یا تکثیر ژنگانهای ناقص ویروسی غالب کمک می‌کنند. اینکه آیا حفاظت شدگی ویژگی برخی از انواع ژنگانهای ناقص ویروسی است یا خیر و اینکه کدام توالی‌های خاص و/ یا ساختارهای RNA در این شرایط به تولید ژنگانهای ناقص ویروسی منجر می‌شود، باید مشخص شود.

نقش پروتئین‌های ویروسی. تعدادی از پروتئین‌های ویروسی در تولید ژنگانهای ناقص ویروسی دخیل هستند که مطالعه شده ترین آن‌ها RNA پلیمراز وابسته به RNA است. پلیمرازهای ویروسی مهندسی شده با وفاداری کمتر و نرخ جهش بیشتر ویروسی‌های بسیار تضعیف شده‌ای تولید می‌کنند (60، 61) که در بسیاری از موارد با افزایش تولید ژنگانهای ناقص ویروسی همراه است (65-62) (شکل 2a). گرچه سازوکارهایی که به تولید ژنگان ناقص ویروسی توسط RNA پلیمرازهای وابسته به RNA جهش یافته منجر می‌شوند هنوز فرضی هستند، چند مدل شکل گرفته‌اند.

به عنوان مثال، در ویروس‌هایی که RNA پلیمرازهای وابسته به RNA وفاداری کمی دارند مانند ویروس سیندبیس[19] یا تومبوس ویروس [20]، افزایش تولید ژنگانهای ناقص ویروسی با افزایش نرخ نوترکیبی RNA ویروسی همبستگی دارد (63، 65).

 

شکل 2 - سازوکارهای تولید ژنگان ناقص ویروسی: a) تغییرات در وفاداری RNA پلیمراز وابسته به RNA ویروسی به دلیل جهش یا تاثیرات کوفاکتورهای رمزگذاری شده توسط ویروس مانند پروتئین صادرات هسته ویروس انفلونزا A (IAV) یا پروتئین C پارامیکسوویروس می‌تواند به تولید ژنگانهای ناقص ویروسی کمک کند. b) واریانت هایی از نوکلئوپروتئین که به صورت متفاوت به RNA ویروسی متصل می‌شوند می‌توانند به تولید ژنگان ناقص ویروسی کمک کند. c) واریانت هایی از پروتئین‌های ساختاری مانند دمین PPXY در پروتئین ماتریکس آرناویروس ها می‌تواند به تولید ژنگان ناقص ویروسی منجر شود.d ) رویدادهای نوترکیبی درون  و بین ملکولی با استفاده از توالی‌های هومولوگ (قرمز) می‌تواند به ایجاد ژنگانهای ناقص ویروسی حذفی منجر شود.

به علاوه، طی عفونت با ویروس انفلونزا، تغییر در توانایی طویل شدن (انجام)[21] پلیمراز با تغییر در تولید ژنگانهای ناقص ویروسی همراه است (64). نقشی برای فعالیت چندپارش[22] پلیمراز نیز به تازگی به عنوان عاملی برای پیش برد تولید ژنگان ناقص ویروسی طی عفونت با ویروس انفلونزا پیشنهاد شده است (62).

پروتئین‌های ویروسی دخیل در تنظیم رونویسی و همانند سازی ویروس نیز با تولید ژنگانهای ناقص ویروسی مرتبط هستند. جهش‌ها در پروتئین صادرات هسته ویروس انفلونزا[23] که سنتز RNA مکمل را تنظیم می‌کند باعث افزایش تولید ژنگان ناقص ویروسی می‌شود (66). به طور مشابه، حذف یا جهش‌ها در پروتئین‌های C پارامیکسوویروس که تغییر الگو را از همانند سازی پاد ژنگانی به ژنگانی تغییر می‌دهد به افزایش تولید ژنگان ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره منجر می‌شوند (53، 56). عجیب اینکه، در عفونت‌ها با ویروس انفلونزایی که فاقد پروتئین صادرات هسته یا پارومیکسو ویروسی که فاقد C است، تولید ژنگان ناقص ویروسی در شرایطی مشاهده می‌شود که به طور طبیعی تولید ژنگانهای ناقص ویروسی را محدود می‌کنند؛ شرایطی مانند تعدد عفونت پایین. ممکن است افزایش تولید ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره در این شرایط به بیشتر در دسترس بودن الگو یا اثر غیر مستقیم فعالیت پلیمراز ویروسی مرتبط باشد اما سازوکار دقیق هنوز مشخص نشده است. به علاوه، جهش در یک آمینواسید در نوکلئوپروتئین ویروس سندای[24] که تراکم ریبونوکلئوپروتئین را کاهش می‌دهد با تولید ژنگان ناقص ویروسی همراه است (67) (شکل 2b). در نهایت، در عفونت با ویروس کوریومننژیت لنفوسیتی[25]، دمین PPXY در پروتئین ماتریکس تولید ذرات ویروسی حاوی ژنگانهای ناقص اما نه ذرات حاوی ژنگان استاندارد، را پیش می‌برد (68) (شکل 2c).

تغییر الگو ضمن همانند سازی. نوترکیبی RNA یک عامل پیش برنده اصلی در تشکیل ژنگان ناقص ویروسی از نوع حذفی است. یک مدل غالب پیشنهاد می‌کند که توالی‌ها در نقطه شکست یا پیام‌های ساختاری در RNA الگو به رپلیکاز کمک می‌کنند تا به RNA پذیرنده تغییر الگو دهد و سنتز را از سر بگیرد (شکل 2d). در سنجش‌های بیوشیمیایی که در آن‌ها از RNA پلیمرازهای وابسته به RNA مربوط به تعداد زیادی از ویروس‌های RNA داراستفاده شده است، نوترکیبی وابسته به رپلیکاز ثابت شده است (71-69). تغییراتی از این مدل شامل سازوکار تغییر الگوی اجباری می‌شود که در آن رپلیکاز پس از برخورد به انتهای 5' الگو، الگو را عوض می‌کند و دوپارهای[26] RNA سر به دم[27] تولید می‌کند. اگر الگوها ژنگانهای ناقص ویروسی باشند، این تغییر الگو به ایجاد دوپارهای ژنگانی ناقص ویروسی سر به دم منجر می‌شود. انتهای 5' می‌تواند با اندونوکلئازها و اگزونوکلئازها نیز تغییر کند و به نسخه‌های جدیدی از این ژنگان‌ها منجر شود (72).

ویرایش RNA به عنوان عامل پیش برنده در تنوع ژنگانهای ناقص ویروسی. ویرایش RNA ویروسی به افزایش جهش منجر می‌شود و همان طور که در مورد عفونت‌های ماندگار با ویروس سرخک گزارش شده است، می‌تواند به تولید ژنگانهای ناقص ویروسی بیانجامد (31). به علاوه، نرخ بالای ویرایش RNA ویروسی از آدنین به گوانین (یا یوراسیل به سیتوزین) توسط آنزیم آدنوزین دآمینازعمل کننده برRNA  [28] در ژنگانهای ناقص ویروس استوماتیت وزیکولی، متاپنوموویروس انسانی و ویروس سرخک رخ می‌دهد (38، 52، 53). در برخی موارد، ویرایش RNA توانایی ژنگانهای ناقص ویروسی را در تحریک سیستم ایمنی تنظیم می‌کند (53). اما به نظر می‌رسد اثر ویرایش ژنگان ناقص ویروسی بر همانند سازی ویروس مختص هر ویروس باشد (73). اینکه آیا ژنگانهای ناقص ویروسی نسبت به ژنگان استاندارد نرخ بالاتری از ویرایش دارند یا خیر و نیز اثر تنوع حاصل از ویرایش بر تکامل و انتخاب ژنگان ناقص ویروسی باید مشخص شود.

نقش در بیماری زایی

ژنگان‌های ناقص ویروسی سه عملکرد خوب توصیف شده دارند که به نقش آن‌ها در بیماری زایی مرتبط است: مداخله در همانند سازی استاندارد ویروس، تحریک سیستم ایمنی و ایجاد ماندگاری ویروسی (شکل 3a).

مداخله در همانندسازی و تولید ویروس. ژنگان‌های ناقص ویروسی طی پژوهش‌هایی کشف شد که برای یافتن عوامل مسئول کاهش عفونت ویروس انفلونزا پس از پاساژ در تیترهای بالا انجام می‌شد (2). در اغلب ویروس‌های RNA دار رشته‌ای مثبت و منفی ژنگانهای ناقص ویروسی یافت شده‌اند که می‌توانند با همانند سازی ویروس والدی خود هم درشیشه و نیز درزیوه مداخله کنند (54، 82-74). در سلول‌هایی که همزمان با ژنگان ناقص ویروسی و ژنگان کامل آلوده می‌شوند، ژنگان‌های ناقص، به دلیل طول کوتاهتر و در مورد گونه‌های کپی دوباره، به دلیل پروموتر های دنباله رو[29] بسیار کارآمد و احاطه کننده خود نسبت به ژنگانهای کامل سریع‌تر تجمع می‌یابند (83، 84). یک نظریه غالب برای توضیح اینکه ژنگانهای ناقص ویروسی چگونه در همانندسازی استاندارد ویروس مداخله می‌کنند بر اساس رقابت مشاهده شده بین ژنگانهای ویروسی ناقص و کامل بر سر اجزای ویروسی لازم برای تکثیر است (شکل 3b). همچنان که ژنگانهای ناقص ویروسی در سطوح بالا تجمع پیدا می‌کنند، پیش بینی می‌شود که آن‌ها می‌توانند به صورت مستقیم با به انحصار در آوردن  پلیمراز ویروسی و/یا  رقابت بر سر پروتئین‌های ساختاری در تکثیر ویروس کمکی مداخله کنند (84، 85).

لازم به ذکر است که در حالی که اغلب شواهد از این تصور حمایت می‌کنند که ژنگانهای ناقص کوتاه‌تر ناشی از حذف‌های بزرگ، به دلیل همانند سازی سریع‌تر، برای رقابت با ویروس‌های با ژنگان کامل بهترین رقیب هستند، اغلب این مطالعات در شرایط کشت سلول با تعدد عفونت بالا انجام شده‌اند که به پویایی رقابت بر اساس سینتیک همانند سازی کمک می‌کند. این سؤال مطرح می‌شود که آیا یک ژنگان ناقص حذفیِ بزرگتر که توالی‌های رمزگذار بیشتری را حفظ کرده است اما جهش‌هایی در ژن‌های رمزگذار پروتئین حمل می‌کند (ژنگانی که از ژنگان کامل سریع‌تر اما از ژنگان ناقص کوتاه‌تر کندتر همانند سازی می‌کند)، به دلیل تولید پروتئین‌های ناقصی که با پروتئین‌های وحشی مداخله می‌کنند (به عنوان مثال در ساختارهای چند جزئی مانند کپسیدها و رپلیکازها)، می‌تواند در برخی شرایط برای ویروس وحشی رقیب بهتری باشد؟

به علاوه، مطالعات جدید نشان داده‌اند که طی عفونت، ژنگان‌های ناقص ویروسی و ژنگانهای کامل در سلول‌های متفاوتی غالب می‌شوند و به سلول‌های آلوده متفاوت عملکردهای متمایزی اعطا می‌کنند (86، 87). در حالی که سلول‌هایی که در آن‌ها ژنگان کامل غالب شده است، تولید کننده‌های اصلی ذرات ویروسی حاوی ژنگانهای کامل و یا ناقص هستند، سلول‌های غنی از ژنگانهای ناقص ذرات ویروسی زیادی تولید نمی‌کنند (86). این داده‌ها بر لزوم در نظر گرفتن تاثیرات ژنگان‌های ناقص ویروسی در سطح تک سلول و در سطح جمعیت طی مداخله تاکید می‌کنند.

ماشه‌های مصونیت پاد ویروسی. ژنگان‌های ناقص ویروسی، مخصوصاً آن‌هایی که از نوع کپی دوباره هستند، قویاً بیان اینترفرون های نوع یک و سه[30]، فاکتور نکروز تومور[31]، اینترلوکین 6[32]، اینترلوکین 1β[33] و سایر سیتوکین های پیش التهابی را القا می‌کنند و محرک‌های اصلی مصونیت پاد ویروسی در بسیاری از عفونت‌ها هستند (8-6، 52، 54، 55، 90-88) (شکل 3c). به علاوه، تحریک با ژنگان ناقص ویروسی توانایی ارائه آنتی ژن سلول‌های ارائه کننده آنتی ژن را بهینه سازی می‌کند (91، 92). شواهد رو به افزایشی نشان می‌دهد که توانایی ژنگانهای ناقص ویروسی در تحریک سیستم ایمنی درزیوه و طی عفونت‌های طبیعی در انسان نیز حفظ شده است. بقای بیشتر موش‌های آلوده در عفونت‌های حاوی ژنگانهای ناقص ویروسی برای چند ویروس گزارش شده است (5، 19، 93). در موش‌های آلوده با ویروس‌های تنفسی سندای، آنفلونزا یا سین سیشیال تنفسی، اینترفرون ها و سیتوکین های پیش التهابی تنها زمانی قویاً القا می‌شوند که ژنگانهای ناقص ویروسی تا سطوح قابل تشخیصی تجمع یافته باشند (54 و 55). یافتن ژنگانهای ناقص ویروسی در ترشحات تنفسی کودکان آلوده با ویروس سین سیشیال تنفسی با بیان ژن‌های پاد ویروسی مرتبط است (55) و ویروس‌های بسیار بیماری زای آنفلونزا که نمی‌توانند در انسان پاسخ‌های پاد ویروسی قوی القا کنند توانایی ضعیفی برای تولید ژنگانهای ناقص ویروسی دارند (62).

 

 

 

شکل 3 عملکردها و شیوه‌های کار ژنگانهای ناقص ویروسی: a) نگاه کلی به تاثیرات شناخته شده ژنگانهای ناقص ویروسی بر ویروس استاندارد و سلول‌های میزبان و نیز اثر آن‌ها بر بیماری زایی ویروسی. b) سازوکار پیشنهادی برای رقابت بر سر محصولات ویروسی در سلول‌های حاوی چند کپی از ویروس استاندارد و ژنگانهای ناقص ویروسی که به تداخل منجر می‌شود. 1) پلیمراز ویروسی، به دلیل طول کوتاه‌تر ژنگان و وجود پروموترهای دنباله رو احاطه کننده، ژنگان‌های ناقص ویروسی را به صورت کارآمدتری نسبت به ویروس استاندارد همانندسازی می‌کند. 2) این ویژگی‌های ژنگان ناقص ویروسی به تجمع سریع‌تر آن‌ها در سلول آلوده منجر می‌شود. 3) ژنگان‌های ناقص ویروسی در نهایت بر ویروس استاندارد غلبه می‌کنند، گونه غالب را تشکیل می‌دهند و در همانند سازی ویروس استاندارد مداخله می‌کنند. c) سازوکار پیشنهادی برای تحریک سیستم ایمنی و بقای سلول توسط ژنگان ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره. سلول‌های آلوده نخست ژنگانهای ناقص ویروسی را از طریق حسگرهای  RNA شامل RIG-I یا MDA5 تشخیص می‌دهند، این حسگرها از طریق پروتئین آداپتور MAVS برای تولید و ترشح سیتوکین های پیش التهابی اینترفرون نوع یک و سه و پروتئین‌های پیش بقا پیام رسانی می‌کنند.

 

 

ژنگان‌های ناقص ویروسی با توانایی تحریک سیستم ایمنی می‌توانند توسط گیرنده‌های شناسایی الگو[34] از جمله گیرنده‌های شبه Toll (TLRs) و گیرنده‌های شبه RIG-I (RLRs) شناسایی شوند. در حالی که پیام رسانی TLR برای تولید اینترفرون های نوع یک در شیشه در پاسخ به ژنگانهای ناقص ویروسی ضروری نیست، پیام رسانی RLR لازم است (55، 88، 98-94). ژنگان‌های ناقص ویروس سندای از نوع کپی دوباره نسبت به ژنگانهای ناقص حذفی این ویروس محرک‌های قوی‌تری برای سیستم ایمنی هستند (89) و در میان قوی‌ترین القا کننده‌های شناخته شده پاسخ پادویروسی محسوب می‌شوند. بنابراین، اغلب آنچه درباره فعالیت محرک ایمنی ژنگانهای ناقص ویروسی می دانیم بر اساس مطالعه ژنگان  ناقص ویروس سندای از نوع کپی دوباره است. ملکول RNA ژنگان ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره به RIG-I متصل می‌شود (94، 97، 99) و ژنگانهای ناقص ویروس‌های سندای، سرخک و سین سیشیال تنفسی قویاً پیام رسانی وابسته به RIG-I را تحریک می‌کنند (55، 92، 95). RIG-I با اتصال دی یا تری فسفات‌های 5' در RNA فاقد کلاهک یا نواحی کوتاهی از RNA دو رشته‌ای به راه می افتد. تیمار با فسفاتاز توانایی ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره را که درشیشه رونویسی شده‌اند در آغاز تولید اینترفرون پس از تراآلایی[35] سرکوب می‌کند؛ این مشاهده از نقش RIG-I در حس کردن ژنگان ناقص ویروسی پیشتیبانی می‌کند (91، 94، 96). ژنگان‌های ناقص ویروس سندای می‌توانند به پروتئین وابسته به تمایز ملانوما 5 [36](MDA5) نیز متصل شوند (88، 94) اما نقش MDA5 در حس کردن سایر ژنگانهای ناقص ویروسی واضح نیست (99، 100). پروتئین‌های سلولی دیگری نیز می‌توانند به ژنگانهای ناقص ویروسی متصل شوند. به عنوان مثال، ژنگان‌های ناقص ویروس سرخک به  یک پروتئین متصل شونده به RNA دو رشته‌ای، به نام پروتئین فعال کننده کیناز القا شده توسط اینترفرون، متصل می‌شود تا RIG-I را بهتر فعال کند (96).

القای پیام رسانی RLR توسط ژنگان ناقص ویروسی تنها نتیجه افزایش محتوای RNA ویروس در سلول‌های آلوده نیست؛ چرا که افزایش مقدار ویروسی که نمی‌تواند ژنگان ناقص تولید کند پاسخ اینترفرون را افزایش نمی‌دهد (54، 88، 92). اساساً، ژنگان‌های ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره، حتی در حضور پادکنش‌های مسیرهای حسگر سلولی که توسط ویروس رمزگذاری شده‌اند، به صورت کارآمد حس می‌شوند (88، 92). این مشاهدات پیشنهاد می‌کنند که ویژگی‌های خاصی از ژنگانهای ناقص ویروسی به تشخیص آن‌ها طی عفونت کمک می‌کنند. دانشمندان بر این باور بودند که قطعه RNA دو رشته‌ای بلندی که پیش بینی می‌شود توسط پایانه‌های مکمل معکوس ژنگانهای ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره ایجاد شود یک عامل مهم در فعالیت محرک ایمنی آن‌ها باشد (8، 99، 101). اما مدارک جدید نشان می‌دهد که سایر ویژگی‌های ژنگانهای ناقص ویروسی اثر بزرگ‌تری بر توانایی آن‌ها در تحریک سیستم ایمنی دارد. مدل سازی ساختاری یک موتیف حلقه ساقه 44 نوکلئوتیدی  (DVG70-114) را در ژنگان ناقص شماره 546 ویروس سندای-یک ژنگان ناقص ویروسی از نوع کپی دوباره که به خوبی مطالعه شده است و محرک قوی سیستم ایمنی محسوب می شود-شناسایی کرده است که در ژنگان ویروس سندای وجود ندارد و نقاط شکست و اتصال دوباره ژنگان ناقص از نوع کپی دوباره را در بر می‌گیرد. حذف DVG70-114 توانایی ژنگان ناقص ویروسی را در تحریک سیستم ایمنی کاهش می‌دهد، در حالی که وارد کردن این موتیف در یک RNA غیر فعال از نظر ایمنی توانایی آن را در القای بیان اینترفرون های نوع یک و ژن‌های تحریک شده با اینترفرون بهبود می‌بخشد (94). DVG70-114 هماهنگ با موتیف تری فسفات 5' عمل می‌کند تا RIG-I را فعال کند و باعث بَسپارش[37] بیشتر RLR، نشانه فعال سازی، می‌شود (94). DVG70-114 در چهارچوب عفونت با ویروس سندای فعال است؛ چرا که ویروس‌های نوترکیب حامل ژنگانهای ناقصی که فاقد این موتیف هستند به طور معنی داری توانایی خود را در تحریک سیستم ایمنی از دست می‌دهند (94). عدم موفقیت در تشخیص RNA دو رشته‌ای از طریق رنگ آمیزی ایمنی طی عفونت با ویروس سندای (102) و نیز حفظ توانایی ژنگانهای ناقص ویروس سندای از نوع کپی دوباره در تحریک ایمنی حتی پس از اختلال در جفت شدن پایانه‌های 5' و 3' آن (94)، از این تصور پیشتیبانی می‌کند که پایانه‌های مکمل طویل پیش بینی شده ژنگانهای ناقص ویروس از نوع کپی دوباره نقش کمی در آغاز مصونیت پادویروسی ایفا می‌کند. اینکه چه زمانی و چگونه DVG70-114 در زمان عفونت در معرض قرار می‌گیرد و اینکه آیا موتیف های مشابه در سایر ژنگانهای ناقص ویروسی با توانایی بالا در تحریک سیستم ایمنی وجود دارد یا خیر، باید مشخص شود.

تحریک ایمنی با ژنگان ناقص ویروسی در تنظیم عفونت‌ها در حشرات نیز یک عامل مهم محسوب می‌شود. مشابه گیرنده‌های شناسایی الگو مانند RIG-I و MDA5 در پستانداران، حشرات RNA ویروسی را از طریق پروتئین Dicer-2 حس می‌کنند. این پروتئین RNA ویروسی را به RNA های کوچک مداخله گری پردازش می‌کند که از حشرات در برابر عفونت دوباره با همان ویروس محافظت می‌کند (103). ژنگان‌های ناقص ویروسی هدف‌های اصلی Dicer-2 هستند. این مشاهدات نشان می‌دهد که تحریک سیستم ایمنی توسط ژنگانهای ناقص ویروسی امری معمول است و ممکن است اثر مهمی بر شیوع عوامل بیماری زا درون گونه‌ها و بین آن‌ها  داشته باشد.

تسهیل کنندگان ماندگاری ویروس RNA دار. ذرات ناقص مداخله گر ایجاد کشت‌های سلولی با عفونت‌های ماندگار را در انواع عفونت‌ها با ویروس‌های RNA دار مانند ویروس جنگل سمولیکی[38]، آنفلونزا، سندای، ابولا و اوریون تسهیل می‌کند (10، 15-13، 74، 107-104). این شواهد با مطالعاتی در موش همراه است که نشان می‌دهد عفونت با ویروس جنگل سمولیکی یا ویروس کوریومننژیت لنفوسیتی حاوی ذرات ناقص مداخله گرعفونت های ماندگار ایجاد می‌کند (18، 108) و در مطالعه دیگری ژنگانهای ناقص ویروسی در مغز بیماران انسانی گزارش شده است که پس از عفونت با ویروس سرخک، به دلیل پان آنسفالیت اسکلروزان تحت حاد[39] جان باخته‌اند (17).

در بسیاری از عفونت‌های ماندگار درشیشه (109، 110) و درزیوه (19، 109)، ذرات ناقص مداخله گر و ویروس‌های کامل به صورت ناهمزمان چرخه را کامل می‌کنند. چرخه در یک الگوی قابل پیش بینی رخ می‌دهد و با استفاده از شکلی از مدل طعمه-شکار به صورت ریاضی مدل سازی شده است (111). یک نظریه برای توضیح چرخه نا همزمان ژنگان‌های ناقص و کامل ویروسی طی ماندگاری در سال 1970 ارائه شد (3). این نظریه که بر اساس اثر تداخل ژنگانهای ناقص ویروسی بر همانند سازی ژنگان کامل شکل گرفته است، پیشنهاد می‌کند که  ذرات ناقص مداخله گر هنگام تکثیر ویروس تجمع می‌یابند تا به علظت های بالا برسند و اکثریت را تشکیل دهند. در این شرایط، ژنگان‌های ناقص ویروسی بر سر دستگاه همانند سازی با ژنگان کامل ویروس رقابت می‌کند و باعث کاهش مقدار ویروس کامل می‌شود. طی این فرایند، برخی از سلولی‌هایی که پیشتر آلوده نشده بودند با ویروس استاندارد آلوده می‌شوند و چرخه را از سر می‌گیرند. جالب اینکه، در برخی عفونت‌های ماندگار مقدار ذرات ناقص مداخله گر به نظر ثابت می‌رسد (112). آنچه این الگوی های چرخه‌ای را در برخی ویروس‌ها، اما نه در دیگر ویروس‌ها، پیش می راند و اینکه آیا عوامل میزبان مانند نوع سلول آلوده الگوی چرخه را تحت تأثیر قرار می‌دهد یا خیر، هنوز نا شناخته است.

مدارک جدید نشان می‌دهد که سازوکارهای دخیل در ایجاد ماندگاری پیچیده‌تر از یک رقابت درون سلولی ساده بر سر دستگاه همانند سازی بین انواع متفاوت ژنگانهای ویروسی است (87). با استفاده از دو رگه سازی RNA فلورسنت در جا، زو[40] و همکارانش نشان دادند که طی عفونت با ویروس سندای یا ویروس سین سیشیال تنفسی حاوی ذرات ناقص مداخله گر، در جمعیت آلوده ناهمگنی در محتوای ژنگانهای ویروسی دیده می‌شود (87). درحالی که برخی از سلول‌ها غنی از ژنگانهای ناقص ویروسی هستند، سلول‌های دیگر غنی از ژنگانهای کامل و استاندارد ویروس هستند. سازوکارهای این ناهمگنی در حال حاضر ناشناخته است، اما تفاوت‌های عملکردی چشمگیری بین این جمعیت‌های سلولی به تدریج آشکار می‌شوند (86، 87). سلول‌های غنی از ژنگانهای ناقص ویروسی مسیر حس گر RLR را به کار می‌گیرند و اینترفرون ها و ملکولی های پیش التهابی دیگر را مانند فاکتور نکروز تومور تولید می‌کنند. به علاوه، این سلول‌ها یک برنامه بقا را القا می‌کنند که این برنامه نیز به پیام رسانی از طریق مسیر RLR وابسته است. این برنامه‌ها سلول‌های غنی از ژنگانهای ناقص ویروسی را از مرگ به واسطه فاکتور نکروز تومور محافظت می‌کند، در حالی که سلول‌های فاقد ژنگانهای ناقص طی عفونت از بین می‌روند. سلول‌های غنی از ژنگانهای ناقص که باقی می‌مانند می‌توانند ماه‌ها به صورت یک عفونت ماندگار تکثیر شوند. این سازوکار برای تحریک متناقض مصونیت پاد ویروسی و ایجاد ماندگاری توسط ژنگانهای ناقص ویروسی توضیحی فراهم می‌کند. هنوز روشن نیست چگونه بقای بهتر سلول‌های غنی از ژنگانهای ناقص ویروسی به ماندگاری منجر می‌شود و چگونه این بقا با چرخه ژنگان ناقص ویروسی و ویروس استاندارد که در بسیاری از عفونت‌ها مشاهده می‌شود، جور در می‌آید. چرخه ممکن است در سطح درون سلولی-جایی که هر سلول آلوده با رقابت بر سر دستگاه همانند سازی و مداخله در عملکرد آن وارد چرخه‌هایی برای غنی سازی ژنگان استاندارد یا  ناقص ویروس می‌شود- و یا در سطح جمعیت-جایی که سلول‌های آلوده ترکیب ویروس استاندارد یا ذرات ناقص مداخله گر را برای آلوده کردن سلول‌های جدید معین خواهد کرد-رخ دهد.

استفاده به عنوان پاد ویروس‌ها و یاور واکسن‌ها[41]  

قابلیت قابل توجه ژنگانهای ناقص ویروسی در تحریک سیستم ایمنی و مداخله باعث می‌شود آن‌ها نامزدهای خوبی برای یاور واکسن‌ها و پاد ویروس‌ها باشند (113، 114). توانایی ذرات ناقص مداخله گر در مداخله در تکثیر ویروس‌های استاندارد و کاهش بیماری وابسته به ویروس به صورت گسترده در موش طی عفونت با نمونه‌های ویروسی حاوی ذرات ناقص مداخله گر، حتی هنگامی که واکسن حاوی ویروس استاندارد غیر فعال شده با تیمار فرا بنفش بود، نشان داده شده است (4، 54، 75، 77، 115، 116). در راسوهای اهلی که با واکسن انفلونزا حاوی تنها ذرات ناقص مداخله گر واکسنیه شده بودند یک محافظت مشابه گزارش شده است (117). ذرات ناقص مداخله گر مهندسی شده به صورت مصنوعی با توانایی مداخله گری قوی (ذرات مداخله گر درمانی[42]) به تازگی به عنوان تدبیری برای کنترل عفونت‌های ویروسی پیشنهاد شده‌اند. ذرات مداخله گر درمانی به صورت نظری سریع‌تر از ویروس‌های نوع وحشی تکثیر می‌شوند و در نتیجه از انتشار و انتقال ویروس جلوگیری می‌کنند. ذرات مداخله گر درمانی این مزیت را دارند که به دلیل وابستگی آن‌ها به یک ویروس کمکی برای تکثیر، فقط در موجوداتی فعال هستند که قبلاً با ویروس نوع وحشی آلوده شده‌اند (118، 119). ذرات مداخله گر درمانی هنوز در فاز اکتشافی هستند. اینکه چگونه آن‌ها بر ماندگاری ویروس، تولید جهش‌های سازشی و تولید ویروس‌های عفونی جدید اثر می‌گذارند، باید مشخص شود.

اینکه آیا محافظت ایجاد شده توسط ذرات ناقص مداخله گر طبیعی یا مصنوعی به دلیل مداخله مستقیم در تکثیر ویروس استاندارد است یا از طریق توانایی قوی ژنگانهای ناقص ویروسی در تحریک سیسم ایمنی نا مشخص است. ژنگان‌های ناقص ویروس سندای از نوع کپی دوباره توانایی ارائه آنتی ژن سلول‌های دندریتی موش و انسان را افزایش می‌دهد و باعث فعال سازی بهتر سلول‌های T می‌شود (91). به علاوه، واکسن‌های آزمایشی بر علیه ویروس انفلونزا و ویروس سین سیشیال تنفسی که با ژنگانهای ناقص ویروس سندای رونویسی شده درشیشه همراه و به صورت زیر پوستی، درون ماهیچه‌ای یا درون بینی وارد شده‌اند، باعث تولید آنتی بادی بیشتر و حفاظت بیشتر در مقابل چالش ویروسی می‌شوند (91، 120). الیگو نوکلئوتیدهای مشتق از ژنگان ناقص ویروس سندای حاوی موتیف محرک ایمنی DVG70-114  یاورهای موثری هستند که می‌توانند پاسخ‌های سلولی و هومورال را علیه ویروس غیر فعال شده و واکسن‌های پروتئینی را به سمت پاسخ‌های ایمنی نوع یک مانند آنتی بادی‌هایی از ایزوتوپ IgG2a/c، سلول‌های Th1 CD4+ و سلول‌های T سیتوتوکسیک CD8+ در موش متمایل کنند (91، 121). الیگونوکلئوتیدهای مشتق از ژنگان ناقص ویروسی با امولسیون Adda Vax نیز هم افزایی می‌کند و با سازوکارهایی که به اینترفرون های نوع یک وابسته است، توانایی آن را در پیش برد مصونیت نوع یک افزایش می‌دهد (121). به ویژه، یک واکسن آنفلونزا با ذره ناقص مداخله گر، از طریق تحریک تولید اینترفرون نوع یک، باعث ایجاد مصونیت در مقابل یک ویروس نامرتبط شده است (122). این مشاهده پیشنهاد می‌کند که ذرات ناقص مداخله گر می‌توانند به عنوان پاد ویروس‌های پیشگیری کننده یا درمانی مورد استفاده قرار گیرند.

ژنگان‌های ناقص ویروسی در واکسن‌های زنده تضعیف شده علیه ویروس‌های فلج اطفال، سرخک و آنفلونزا حضور دارند (76، 126-123). اما اثر آن‌ها بر ایجاد مصونیت محافظتی و اثر بخشی واکسن به طور جدی ارزیابی نشده است. با توجه به  توانایی ژنگانهای ناقص ویروسی در مداخله گری و تحریک سیستم ایمنی، گمان می‌رود آن‌ها بتوانند در حالی که با کاهش تکثیر و انتشار ویروس، خطر آن را کاهش می‌دهند، کارایی واکسن را افزایش دهند. اگر این تصور درست باشد، تنظیم دقیق مقدار ژنگانهای ناقص ویروسی در تهیه واکسن برای اجتناب از مداخله کامل و کاهش شدید ویروس تا مرحله عدم کارایی مهم است.

تأثیر بر تکامل و پویایی ویروس

در حالی که داده‌های جدید حاصل از توالی یابی نسل بعد حاکی از ظهور صدها ژنگان ناقص ویروسی در هر عفونت ویروسی است، این حقیقت که یک زیر مجموعه کوچک‌تر از ژنگانهای ناقص ویروسی غالب است و مکرراً در نمونه‌های متفاوت تشخیص داده می‌شود (50) نشان می‌دهد که فعالیت‌های پیچیده‌ای در جمعیت ویروسی در جریان هستند.این پیچیدگی‌ها شامل رقابت (و احتمالاً جبران یا همکاری) بین ژنگانهای ناقص ویروسی متفاوت و انتخاب بهترین رقیب‌هایی می‌شود که در مقایسه با ویروس والدی نوع وحشی و ژنگانهای ناقص ویروسی دیگر نسبتاً سازگارتر هستند. ویژگی‌هایی چون قابلیت همانند سازی، بسته بندی، تنظیم سیستم ایمنی وغیره پویایی ویروس را معین می‌کنند. تاکید این نکته حائز اهمیت است که اغلب رویدادهایی که به تشکیل ژنگان ناقص ویروسی منجر می‌شود مانند جهش‌ها، حذف‌ها، نوترکیبی و جابجایی‌ها یا نازیست پذیر و یا برای ویروس مضر هستند. به علاوه، گرچه صدها یا حتی هزاران ژنگان ناقص ویروسی متفاوت طی یک عفونت ویروسی تولید می‌شود، عمده آن‌ها طی تنگناهای[43] جمعیتی که در زیوه رخ می‌دهد، به عنوان مثال هنگام عبور از موانع آناتومیکی یا طی انتقال از یک میزبان به میزبان دیگر، حذف می‌شوند (127). اما مواردی وجود دارد که در آن‌ها این ژنگان‌ها می‌توانند از تنگناها عبور کنند؛ مثلاً زمانی که ویروس‌ها میزبان‌هایی را آلوده می‌کنند که سیستم ایمنی سرکوب شده دارند یا میزبان‌هایی که همزمان به چند بیماری مبتلا هستند، این موارد جمعیت‌های بنیان گذار را افزایش می‌دهند. به علاوه، عفونت ممکن است با ویریون‌هایی اتفاق بیافتد که ژنگانهای نوع وحشی و ژنگانهای ناقص ویروس را باهم بسته بندی کرده‌اند (128) و یا مانند ویروس استوماتیت وزیکولی و ویروس فلج اطفالی، ویریون‌ها ممکن است طی عفونت تجمع یابند و بهتر با هم منتقل شوند (129، 130). مدل‌های ریاضی کنونی تنها ژنگان ناقص ویروسی غالب را در نظر گرفته‌اند (131، 132)، پیشرفت‌های بیشتری لازم است تا  همکاری بالقوه و رقابت بین ژنگانهای ناقص ویروسی در مدل‌ها گنجانده شود.

در حالی که به صورت تاریخی ژنگانهای ناقص ویروسی آشغال‌های همانند سازی، یک محصول مصنوعی در شرایط پاساژ کشت سلولی یا یک مزاحمت در آزمایش‌های آزمایشگاهی محسوب می‌شدند، توجه دوباره به این بخش از جمعیت ویروسی می‌تواند اهمیت زیستی و یا عملکردی آن‌ها را آشکار کند. آیا ژنگانهای ناقص ویروسی به دلیل خاصی وجود دارند؟ چرا اشغال‌ها حفظ می‌شوند؟ با توجه به نرخ بسیار بالای نوترکیبی و نوآرایی برخی ویروس‌ها، ممکن است برای ویروس‌هایی که دستخوش نوترکیبی می‌شوند، ژنگان‌های ناقص ویروسی منبعی از جهش فراهم کنند که برای کمک به سازگاری، به جمعیت زیستای ویروس بازخورد می‌دهد. اینکه آیا ژنگانهای ناقص ویروسی می‌توانند یک مزیت انتخابی برای ویروس باشند و اینکه آیا تعدد عفونت بالا و یا شرایط عفونت همزمان و موضعی در عفونت‌های طبیعی نیز رخی می‌دهد یا خیر، هنوز روشن نشده است.

تحقیقات جدید در حشرات پیشنهاد می‌کنند که ژنگانهای ناقص ویروسی، الگوهای ترجیحی برای تولید DNA ویروسی از ویروس‌های RNA دار، سوبستراهای بیشتری برای کمک به تقویت پاسخ مداخله RNA (مسئول ماندگاری ویروس در حشرات) فراهم می‌کند (103). در واقع، نشان داده شده است که تغییر در مقدار DNA ویروسی تولید شده هنگام عفونت با ویروس RNA دار در دروزوفیلا، ماندگاری و سینتیک عفونت با ویروس RNA دار وحشی را تغییر می‌دهد. نویسندگان پیشنهاد کردند که تکامل احتمالاً تولید ژنگانهای ناقص ویروسی را به دقت تنظیم کرده است تا عفونت با نوع وحشی را متعادل و به ماندگاری (و در نهایت، انتقال ویروس‌ها) کمک کند.

به علاوه، بررسی دقیق‌تر پویایی ژنگان ناقص ویروسی در جمعیت‌های ویروسی می‌تواند به درک بهتر زیست شناسی ویروس‌های استاندارد کمک کند. در واقع، علاوه بر تمایز قائل شدن بین توالی‌های نوکلئوتیدی، پروتئین‌ها و ساختارهای RNA ضروری و غیر ضروری، ما می‌توانیم اجزای ویروسی را  که به صورت سیس و یا ترانس عمل می‌کنند، شناسایی کنیم. یک مطالعه جدید درباره ژنگانهای ناقص ویروس هپاتیت C، به عنوان مثال، ساختارهای RNA جدیدی را شناسایی کرده است که به صورت سیس عمل می‌کنند و برای همانند سازی و بسته بندی لازم هستند (133).

نتیجه گیری

فناوری‌های نوظهوری که امکان شناسایی ویروس‌های ناقص و استاندارد را در عفونت‌های طبیعی فراهم می‌کنند و نیز فناوری‌هایی که اجازه می‌دهند بین ژنگانهای ناقص ویروسی و پیامدهای عملکردی ارتباط برقرار کرد، نقش مهمی در احیای توجه به مطالعه ژنگانهای ناقص ویروسی ایفا کرده‌اند. مطالعات جدید ارزیابی تازه‌ای از تنوع ژنگانهای ناقص ویروسی و نقش بالقوه مهم آن‌ها در تعیین پیامد بالینی عفونت‌ها به دست داده‌اند؛ اما تعدادی سؤال همچنان بی پاسخ مانده‌اند: چه سازوکارهای مولکولی تولید ژنگانهای ناقص ویروسی را پیش می‌برند؟ آیا ژنگانهای ناقص ویروسی می‌توانند برای کنترل بیماری زایی و انتشار ویروس مهار شوند؟ تغییرات در جمعیت ژنگانهای ناقص ویروسی چگونه بر تکامل ویروس و سازش با میزبان‌های جدید اثر می‌گذارد؟ عوامل میزبان چگونه بر تجمع و فعالیت ژنگانهای ناقص ویروسی اثر می‌گذارند؟ پاسخگویی به این سؤالات مستلزم توسعه بیشتر فناوری و پژوهش‌های بین رشته‌ای است.

این مقاله ترجمه‌ای است از :

Within host RNA virus persistence: mechanisms and consequences, Richard E Randall and Diane E Griffin, Current Opinion in Virology 2017, 23:35–42

 

[1] defective viral genomes (DVGs)

[2] sub-viral particles

[3] Preben Von Magnus

[4] Alice Huang

[5] David Baltimore

[6] defective interfering particles (DIP)

[7] In vivo

[8] interferon (IFN)

[9] copy-backs

[10] snap-back

[11] RNA-dependent RNA polymerase (RdRP)

[12] high multiplicity of infection (MOI)

[13] runs

[14] Flock house virus

[15] metapneumovirus

[16] hotspots

[17] respiratory syncytial virus (RSV)

[18] parainfluenza virus 5

[19] Sindbis virus

[20] tombusvirus

[21] elongation

[22] multimerization

[23] nuclear export protein (NEP also called NS2)

[24] Sendai virus (Sev)

[25] lymphocytic choriomeningitis virus (LCMV)

[26] dimers

[27] head to tail

[28] adenosine deaminase acting on RNA

[29] trailer promoters

[30] type I and III interferons

[31] tumour necrosis factor

[32] interleukin (IL)-6

[33] IL-1β

[34] pattern recognition receptors (PRRs)

[35] transfection

[36] melanoma differentiation-associated protein 5

[37] polymerization

[38] Semuliki Forest virus

[39] subacute sclerosing panencephalitis

[40] Xu

[41] vaccine adjuvants

[42] therapeutic intefering particles (TIPs)

[43] bottleneck

1. Poirier, E. Z. & Vignuzzi, M. Virus population dynamics during infection.
Curr. Opin. Virol. 23, 82–87 (2017).
2. Von Magnus, P. & Gard, S. Studies on interference in experimental
influenza. Ark. Kemi. Mineral. Geol. 24, 4 (1947).
3. Huang, A. S. & Baltimore, D. Defective viral particles and viral disease
processes. Nature 226, 325–327 (1970).
4. Barrett, A. D. & Dimmock, N. J. Modulation of Semliki Forest virusinduced
infection of mice by defective-interfering virus. J. Infect. Dis. 150,
98–104 (1984).
5. Rabinowitz, S. G. & Huprikar, J. The influence of defective-interfering
particles of the PR-8 strain of influenza A virus on the pathogenesis of
pulmonary infection in mice. J. Infect. Dis. 140, 305–315 (1979).
6. Fuller, F. J. & Marcus, P. I. Interferon induction by viruses. IV. Sindbis virus:
early passage defective-interfering particles induce interferon. J. Gen. Virol.
48, 63–73 (1980).
7. Johnston, M. D. The characteristics required for a Sendai virus preparation
to induce high levels of interferon in human lymphoblastoid cells. J. Gen.
Virol. 56, 175–184 (1981).
8. Marcus, P. I. & Sekellick, M. J. Defective interfering particles with
covalently linked [±]RNA induce interferon. Nature 266, 815–819 (1977).
9. Andzhaparidze, O. G., Bogomolova, N. N., Boriskin Yu, S. & Drynov, I. D.
Chronic non-cytopathic infection of human continuous cell lines with
mumps virus. Acta Virol. 27, 318–328 (1983).
10. De, B. K. & Nayak, D. P. Defective interfering influenza viruses and host
cells: establishment and maintenance of persistent influenza virus infection
in MDBK and HeLa cells. J. Virol. 36, 847–859 (1980).
11. Kawai, A., Matsumoto, S. & Tanabe, K. Characterization of rabies
viruses recovered from persistently infected BHK cells. Virology 67,
520–533 (1975).
12. Kennedy, J. C. & Macdonald, R. D. Persistent infection with infectious
pancreatic necrosis virus mediated by defective-interfering (DI) virus
particles in a cell line showing strong interference but little DI replication.
J. Gen. Virol. 58, 361–371 (1982).
13. Lehmann-Grube, F., Slenczka, W. & Tees, R. A persistent and inapparent
infection of L cells with the virus of lymphocytic choriomeningitis. J. Gen.
Virol. 5, 63–81 (1969).
14. Roux, L. & Waldvogel, F. A. Establishment of Sendai virus persistent
infection: biochemical analysis of the early phase of a standard plus defective
interfering virus infection of BHK cells. Virology 112, 400–410 (1981).
15. Schmaljohn, C. & Blair, C. D. Persistent infection of cultured mammalian
cells by Japanese encephalitis virus. J. Virol. 24, 580–589 (1977).
16. Sekellick, M. J. & Marcus, P. I. Persistent infection. I Interferon-inducing
defective-interfering particles as mediators of cell sparing: possible role
in persistent infection by vesicular stomatitis virus. Virology 85,
175–186 (1978).
17. Baczko, K. et al. Expression of defective measles virus genes in brain
tissues of patients with subacute sclerosing panencephalitis. J. Virol. 59,
472–478 (1986).
18. Popescu, M. & Lehmann-Grube, F. Defective interfering particles in mice
infected with lymphocytic choriomeningitis virus. Virology 77, 78–83 (1977).
19. Mims, C. A. Rift Valley Fever virus in mice. IV. Incomplete virus; its
production and properties. Brit. J. Exp. Pathol. 37, 129–143 (1956).
20. Viola, M. V., Scott, C. & Duffy, P. D. Persistent measles virus infection
in vitro and in man. Arthritis Rheum. 21, S47–51 (1978).
21. Huang, A. S., Greenawalt, J. W. & Wagner, R. R. Defective T particles of
vesicular stomatitis virus. I. Preparation, morphology, and some biologic
properties. Virology 30, 161–172 (1966).
22. Duesberg, P. H. The RNA of influenza virus. Proc. Natl Acad. Sci. USA 59,
930–937 (1968).
23. Kingsbury, D. W., Portner, A. & Darlington, R. W. Properties of incomplete
Sendai virions and subgenomic viral RNAs. Virology 42, 857–871 (1970).
24. Cole, C. N., Smoler, D., Wimmer, E. & Baltimore, D. Defective interfering
particles of poliovirus. I. Isolation and physical properties. J. Virol. 7,
478–485 (1971).
25. Repik, P. & Bishop, D. H. Determination of the molecular weight of animal
RNA viral genomes by nuclease digestions. I. Vesicular stomatitis virus and
its defective T particle. J. Virol. 12, 969–983 (1973).
26. Sanjuan, R., Moya, A. & Elena, S. F. The distribution of fitness effects
caused by single-nucleotide substitutions in an RNA virus. Proc. Natl Acad.
Sci. USA 101, 8396–8401 (2004).
27. Acevedo, A., Brodsky, L. & Andino, R. Mutational and fitness landscapes of
an RNA virus revealed through population sequencing. Nature 505,
686–690 (2014).
28. Thyagarajan, B. & Bloom, J. D. The inherent mutational tolerance and
antigenic evolvability of influenza hemagglutinin. eLife 3, e03300 (2014).
29. Perales, C., Mateo, R., Mateu, M. G. & Domingo, E. Insights into RNA
virus mutant spectrum and lethal mutagenesis events: replicative
interference and complementation by multiple point mutants. J. Mol. Biol.
369, 985–1000 (2007).
30. Grande-Perez, A., Lazaro, E., Lowenstein, P., Domingo, E. & Manrubia, S.
C. Suppression of viral infectivity through lethal defection. Proc. Natl Acad.
Sci. USA 102, 4448–4452 (2005).
31. Cattaneo, R. et al. Biased hypermutation and other genetic changes
in defective measles viruses in human brain infections. Cell 55,
255–265 (1988).
32. Yu, Q. et al. Single-strand specificity of APOBEC3G accounts for
minus-strand deamination of the HIV genome. Nat. Struct. Mol. Biol. 11,
435–442 (2004).
33. Imamichi, H. et al. Defective HIV-1 proviruses produce novel proteincoding
RNA species in HIV-infected patients on combination antiretroviral
therapy. Proc. Natl Acad. Sci. USA 113, 8783–8788 (2016).
Nature Microbiology | VOL 4 | JULY 2019 | 1075–1087 | www.nature.com/naturemicrobiology 1083
Review Article NATuRe MicRoBiology
34. Ho, Y. C. et al. Replication-competent noninduced proviruses in the latent
reservoir increase barrier to HIV-1 cure. Cell 155, 540–551 (2013).
35. Nomoto, A., Jacobson, A., Lee, Y. F., Dunn, J. & Wimmer, E. Defective
interfering particles of poliovirus: mapping of the deletion and evidence
that the deletions in the genomes of DI(1), (2) and (3) are located in the
same region. J. Mol. Biol. 128, 179–196 (1979).
36. Perrault, J. & Semler, B. L. Internal genome deletions in two distinct classes
of defective interfering particles of vesicular stomatitis virus. Proc. Natl
Acad. Sci. USA 76, 6191–6195 (1979).
37. Davis, A. R., Hiti, A. L. & Nayak, D. P. Influenza defective interfering viral
RNA is formed by internal deletion of genomic RNA. Proc. Natl Acad. Sci.
USA 77, 215–219 (1980).
38. O’Hara, P. J., Nichol, S. T., Horodyski, F. M. & Holland, J. J. Vesicular
stomatitis virus defective interfering particles can contain extensive genomic
sequence rearrangements and base substitutions. Cell 36, 915–924 (1984).
39. Hillman, B. I., Carrington, J. C. & Morris, T. J. A defective interfering RNA
that contains a mosaic of a plant virus genome. Cell 51, 427–433 (1987).
40. Molenkamp, R., Rozier, B. C., Greve, S., Spaan, W. J. & Snijder, E. J.
Isolation and characterization of an arterivirus defective interfering RNA
genome. J. Virol. 74, 3156–3165 (2000).
41. Kolakofsky, D. Isolation and characterization of Sendai virus DI-RNAs. Cell
8, 547–555 (1976).
42. Lazzarini, R. A., Keene, J. D. & Schubert, M. The origins of defective
interfering particles of the negative-strand RNA viruses. Cell 26,
145–154 (1981).
43. Nichol, S. T., O’Hara, P. J., Holland, J. J. & Perrault, J. Structure and origin
of a novel class of defective interfering particle of vesicular stomatitis virus.
Nucleic Acids Res. 12, 2775–2790 (1984).
44. Perrault, J. & Leavitt, R. W. Inverted complementary terminal sequences in
single-stranded RNAs and snap-back RNAs from vesicular stomatitis
defective interfering particles. J. Gen. Virol. 38, 35–50 (1978).
45. Re, G. G., Gupta, K. C. & Kingsbury, D. W. Genomic and copy-back 3′
termini in Sendai virus defective interfering RNA species. J. Virol. 45,
659–664 (1983).
46. Perrault, J. Origin and replication of defective interfering particles. Curr.
Top. Microbiol. 93, 151–207 (1981).
47. Barrett, A. D., Crouch, C. F. & Dimmock, N. J. Defective interfering
Semliki Forest virus populations are biologically and physically
heterogeneous. J. Gen. Virol. 65, 1273–1283 (1984).
48. Jaworski, E. & Routh, A. Parallel ClickSeq and Nanopore sequencing
elucidates the rapid evolution of defective-interfering RNAs in Flock House
virus. PLoS Pathog. 13, e1006365 (2017).
49. Beauclair, G. et al. DI-tector: defective interfering viral genomes detector
for next generation sequencing data. RNA 24, 1285–1296 (2018).
50. Sun, Y. et al. A specific sequence in the genome of respiratory syncytial
virus regulates the generation of copy-back defective viral genomes.
PLoS Pathog. 15, e1007707 (2019).
51. Saira, K. et al. Sequence analysis of in vivo defective interfering-like RNA of
influenza A H1N1 pandemic virus. J. Virol. 87, 8064–8074 (2013).
52. van den Hoogen, B. G. et al. Excessive production and extreme editing of
human metapneumovirus defective interfering RNA is associated with type
I IFN induction. J. Gen. Virol. 95, 1625–1633 (2014).
53. Pfaller, C. K. et al. Measles virus defective interfering RNAs are generated
frequently and early in the absence of C protein and pan be destabilized by
adenosine deaminase acting on RNA-1-like hypermutations. J. Virol. 89,
7735–7747 (2015).
54. Tapia, K. et al. Defective viral genomes arising in vivo provide critical
danger signals for the triggering of lung antiviral immunity. PLoS Pathog. 9,
e1003703 (2013).
55. Sun, Y. et al. Immunostimulatory defective viral genomes from respiratory
syncytial virus promote a strong innate antiviral response during Infection
in mice and humans. PLoS Pathog. 11, e1005122 (2015).
56. Sanchez-Aparicio, M. T. et al. Loss of Sendai virus C protein leads to
accumulation of RIG-I immunostimulatory defective interfering RNA.
J. Gen. Virol. 98, 1282–1293 (2017).
57. Killip, M. J. et al. Deep sequencing analysis of defective genomes of
parainfluenza virus 5 and their role in interferon induction. J. Virol. 87,
4798–4807 (2013).
58. Timm, C., Akpinar, F. & Yin, J. Quantitative characterization of defective
virus emergence by deep sequencing. J. Virol. 88, 2623–2632 (2014).
59. Jennings, P. A., Finch, J. T., Winter, G. & Robertson, J. S. Does the higher
order structure of the influenza virus ribonucleoprotein guide sequence
rearrangements in influenza viral RNA? Cell 34, 619–627 (1983).
60. Van Slyke, G. A. et al. Sequence-specific fidelity alterations associated
with West Nile virus attenuation in mosquitoes. PLoS Pathog. 11,
e1005009 (2015).
61. Rozen-Gagnon, K. et al. Alphavirus mutator variants present host-specific
defects and attenuation in mammalian and insect models. PLoS Pathog. 10,
e1003877 (2014).
62. Vasilijevic, J. et al. Reduced accumulation of defective viral genomes
contributes to severe outcome in influenza virus infected patients. PLoS
Pathog. 13, e1006650 (2017).
63. Poirier, E. Z. et al. Low-Fidelity Polymerases of Alphaviruses Recombine at
Higher Rates To Overproduce Defective Interfering Particles. J. Virol. 90,
2446–2454 (2015).
64. Fodor, E., Mingay, L. J., Crow, M., Deng, T. & Brownlee, G. G. A single
amino acid mutation in the PA subunit of the influenza virus RNA
polymerase promotes the generation of defective interfering RNAs. J. Virol.
77, 5017–5020 (2003).
65. Panaviene, Z. & Nagy, P. D. Mutations in the RNA-binding domains of
tombusvirus replicase proteins affect RNA recombination in vivo. Virology
317, 359–372 (2003).
66. Odagiri, T. & Tobita, K. Mutation in NS2, a nonstructural protein of
influenza A virus, extragenically causes aberrant replication and expression
of the PA gene and leads to generation of defective interfering particles.
Proc. Natl Acad. Sci. USA 87, 5988–5992 (1990).
67. Yoshida, A. et al. A single amino acid substitution within the
paramyxovirus Sendai virus nucleoprotein is a critical determinant for
production of interferon-beta-inducing copyback-type defective interfering
genomes. J. Virol. 92, e02094-17 (2018).
68. Ziegler, C. M. et al. The lymphocytic choriomeningitis virus matrix protein
PPXY late domain drives the production of defective interfering particles.
PLoS Pathog. 12, e1005501 (2016).
69. White, K. A., Morris, T. J. & Nonhomologous, R. N. A. recombination in
tombusviruses: generation and evolution of defective interfering RNAs by
stepwise deletions. J. Virol. 68, 14–24 (1994).
70. Kim, M. J. & Kao, C. Factors regulating template switch in vitro by viral
RNA-dependent RNA polymerases: implications for RNA-RNA
recombination. Proc. Natl Acad. Sci. USA 98, 4972–4977 (2001).
71. Wierzchoslawski, R. & Bujarski, J. J. Efficient in vitro system of homologous
recombination in brome mosaic bromovirus. J. Virol. 80, 6182–6187 (2006).
72. Jaag, H. M. & Nagy, P. D. Silencing of Nicotiana benthamiana Xrn4p
exoribonuclease promotes tombusvirus RNA accumulation and
recombination. Virology 386, 344–352 (2009).
73. Ward, S. V., Sternsdorf, T. & Woods, N. B. Targeting expression of the
leukemogenic PML-RARalpha fusion protein by lentiviral vector-mediated
small interfering RNA results in leukemic cell differentiation and apoptosis.
Hum. Gene Ther. 22, 1593–1598 (2011).
74. Calain, P., Monroe, M. C. & Nichol, S. T. Ebola virus defective interfering
particles and persistent infection. Virology 262, 114–128 (1999).
75. Li, D. et al. Defective interfering viral particles in acute dengue infections.
PLoS ONE 6, e19447 (2011).
76. Calain, P. & Roux, L. Generation of measles virus defective interfering
particles and their presence in a preparation of attenuated live-virus
vaccine. J. Virol. 62, 2859–2866 (1988).
77. Roux, L., Simon, A. E. & Holland, J. J. Effects of defective interfering
viruses on virus replication and pathogenesis in vitro and in vivo. Adv.
Virus Res. 40, 181–211 (1991).
78. Treuhaft, M. W. & Beem, M. O. Defective interfering particles of respiratory
syncytial virus. Infect. Immun. 37, 439–444 (1982).
79. Wiktor, T. J., Dietzschold, B., Leamnson, R. N. & Koprowski, H. Induction
and biological properties of defective interfering particles of rabies virus.
J. Virol. 21, 626–635 (1977).
80. Huang, A. S. & Wagner, R. R. Defective T particles of vesicular
stomatitis virus. II. Biologic role in homologous interference. Virology 30,
173–181 (1966).
81. Sekellick, M. J. & Marcus, P. I. Viral interference by defective particles of
vesicular stomatitis virus measured in individual cells. Virology 104,
247–252 (1980).
82. Brinton, M. A. Analysis of extracellular West Nile virus particles produced
by cell cultures from genetically resistant and susceptible mice indicates
enhanced amplification of defective interfering particles by resistant
cultures. J. Virol. 46, 860–870 (1983).
83. Li, T. & Pattnaik, A. K. Replication signals in the genome of vesicular
stomatitis
virus and its defective interfering particles: identification of
a sequence element that enhances DI RNA replication. Virology 232,
248–259 (1997).
84. Calain, P. & Roux, L. Functional characterisation of the genomic and
antigenomic promoters of Sendai virus. Virology 212, 163–173 (1995).
85. Portner, A. & Kingsbury, D. W. Homologous interference by incomplete
Sendai virus particles: changes in virus-specific ribonucleic acid synthesis.
J. Virol. 8, 388–394 (1971).
86. Genoyer, E. & Lopez, C. B. Defective viral genomes alter how Sendai
virus interacts with cellular trafficking machinery leading to heterogeneity
in the production of viral particles among infected cells. J. Virol. 93,
e01579-18 (2018).
87. Xu, J. et al. Replication defective viral genomes exploit a cellular
pro-survival mechanism to establish paramyxovirus persistence.
Nat. Commun. 8, 7996 (2017).
Nature Microbiology | VOL 4 | 1084 JULY 2019 | 1075–1087 | www.nature.com/naturemicrobiology
NATuRe MicRoBiology Review Article
88. Yount, J. S., Gitlin, L., Moran, T. M. & Lopez, C. B. MDA5 participates in
the detection of paramyxovirus infection and is essential for the early
activation of dendritic cells in response to Sendai virus defective interfering
particles. J. Immunol. 180, 4910–4918 (2008).
89. Strahle, L., Garcin, D. & Kolakofsky, D. Sendai virus defective-interfering
genomes and the activation of interferon-beta. Virology 351,
101–111 (2006).
90. Shivakoti, R., Siwek, M., Hauer, D., Schultz, K. L. & Griffin, D. E. Induction
of dendritic cell production of type I and type III interferons by wild-type
and vaccine strains of measles virus: role of defective interfering RNAs.
J. Virol. 87, 7816–7827 (2013).
91. Mercado-Lopez, X. et al. Highly immunostimulatory RNA derived from a
Sendai virus defective viral genome. Vaccine 31, 5713–5721 (2013).
92. Yount, J. S., Kraus, T. A., Horvath, C. M., Moran, T. M. & Lopez, C. B. A
novel role for viral-defective interfering particles in enhancing dendritic cell
maturation. J. Immunol. 177, 4503–4513 (2006).
93. Barrett, A. D. & Dimmock, N. J. Modulation of a systemic Semliki Forest
virus infection in mice by defective interfering virus. J. Gen. Virol. 65,
1827–1831 (1984).
94. Xu, J. et al. Identification of a natural viral RNA motif that optimizes
sensing of viral RNA by RIG.-I. mBio 6, e01265-15 (2015).
95. Strahle, L. et al. Activation of the beta interferon promoter by unnatural
Sendai virus infection requires RIG-I and is inhibited by viral C proteins.
J. Virol. 81, 12227–12237 (2007).
96. Ho, T. H. et al. PACT- and RIG-I-dependent activation of Type I interferon
production by a defective interfering RNA derived from measles virus
vaccine. J. Virol. 90, 1557–1568 (2015).
97. Baum, A., Sachidanandam, R. & Garcia-Sastre, A. Preference of RIG-I for
short viral RNA molecules in infected cells revealed by next-generation
sequencing. Proc. Natl Acad. Sci. USA 107, 16303–16308 (2010).
98. Lopez, C. B. et al. TLR-independent induction of dendritic cell maturation
and adaptive immunity by negative-strand RNA viruses. J. Immunol. 173,
6882–6889 (2004).
99. Runge, S. et al. In vivo ligands of MDA5 and RIG-I in measles virusinfected
cells. PLoS Pathog. 10, e1004081 (2014).
100. Mura, M. et al. Nonencapsidated 5′ Copy-Back Defective Interfering
Genomes Produced by Recombinant Measles Viruses Are Recognized by
RIG-I and LGP2 but Not MDA5. J. Virol. 91, e00643-17 (2017).
101. Patel, J. R. et al. ATPase-driven oligomerization of RIG-I on RNA allows
optimal activation of type-I interferon. EMBO Rep. 14, 780–787 (2013).
102. Weber, F., Wagner, V., Rasmussen, S. B., Hartmann, R. & Paludan, S. R.
Double-stranded RNA is produced by positive-strand RNA viruses and
DNA viruses but not in detectable amounts by negative-strand RNA
viruses. J. Virol. 80, 5059–5064 (2006).
103. Poirier, E. Z. et al. Dicer-2-dependent generation of viral DNA from
defective genomes of RNA viruses modulates antiviral immunity in insects.
Cell Host Microbe 23, 353–365 (2018).
104. Roux, L. & Holland, J. J. Role of defective interfering particles of Sendai
virus in persistent infections. Virology 93, 91–103 (1979).
105. Andzhaparidze, O. G., Bogomolova, N. N., Boriskin, Y. S., Bektemirova, M.
S. & Drynov, I. D. Comparative study of rabies virus persistence in human
and hamster cell lines. J. Virol. 37, 1–6 (1981).
106. Barrett, A. D. et al. Subclinical infections in mice resulting from the
modulation of a lethal dose of Semliki Forest virus with defective
interfering viruses: neurochemical abnormalities in the central nervous
system. J. Gen. Virol. 67, 1727–1732 (1986).
107. Bangham, C. R. & Kirkwood, T. B. Defective interfering particles: effects in
modulating virus growth and persistence. Virology 179, 821–826 (1990).
108. Atkinson, T., Barrett, A. D., Mackenzie, A. & Dimmock, N. J. Persistence of
virulent Semliki Forest virus in mouse brain following co-inoculation with
defective interfering particles. J. Gen. Virol. 67, 1189–1194 (1986).
109. Cave, D. R., Hendrickson, F. M. & Huang, A. S. Defective interfering virus
particles modulate virulence. J. Virol. 55, 366–373 (1985).
110. Frensing, T. et al. Continuous influenza virus production in cell culture
shows a periodic accumulation of defective interfering particles. PLoS ONE
8, e72288 (2013).
111. Stauffer Thompson, K. A., Rempala, G. A. & Yin, J. Multiple-hit inhibition
of infection by defective interfering particles. J. Gen. Virol. 90,
888–899 (2009).
112. Moscona, A. Defective interfering particles of human parainfluenza virus
type 3 are associated with persistent infection in cell culture. Virology 183,
821–824 (1991).
113. Dimmock, N. J. & Easton, A. J. Defective interfering influenza virus RNAs:
time to reevaluate their clinical potential as broad-spectrum antivirals?
J. Virol. 88, 5217–5227 (2014).
114. Vasou, A., Sultanoglu, N., Goodbourn, S., Randall, R. E. & Kostrikis, L. G.
Targeting pattern recognition receptors (PRR) for vaccine adjuvantation:
from synthetic PRR agonists to the potential of defective interfering
particles of viruses. Viruses 9, 186 (2017).
115. Santak, M. et al. Accumulation of defective interfering viral particles in only
a few passages in Vero cells attenuates mumps virus neurovirulence.
Microbes Infect. 17, 228–236 (2015).
116. Dimmock, N. J. & Marriott, A. C. In vivo antiviral activity: defective
interfering virus protects better against virulent Influenza A virus than
avirulent virus. J. Gen. Virol. 87, 1259–1265 (2006).
117. Mann, A. et al. Interfering vaccine (defective interfering influenza A virus)
protects ferrets from influenza, and allows them to develop solid immunity
to reinfection. Vaccine 24, 4290–4296 (2006).
118. Notton, T., Sardanyes, J., Weinberger, A. D. & Weinberger, L. S. The case for
transmissible antivirals to control population-wide infectious disease.
Trends Biotechnol. 32, 400–405 (2014).
119. Rast, L. I. et al. Conflicting selection pressures will constrain viral escape
from interfering particles: principles for designing resistance-proof
antivirals. PLoS Comput. Biol. 12, e1004799 (2016).
120. Martinez-Gil, L. et al. A Sendai virus-derived RNA agonist of RIG-I as a
virus vaccine adjuvant. J. Virol. 87, 1290–1300 (2013).
121. Fisher, D. G., Coppock, G. M. & Lopez, C. B. Virus-derived
immunostimulatory RNA induces type I IFN-dependent antibodies and
T-cell responses during vaccination. Vaccine 36, 4039–4045 (2018).
122. Easton, A. J. et al. A novel broad-spectrum treatment for respiratory virus
infections: influenza-based defective interfering virus provides protection
against pneumovirus infection in vivo. Vaccine 29, 2777–2784 (2011).
123. Bellocq, C., Mottet, G. & Roux, L. Wide occurrence of measles virus
subgenomic RNAs in attenuated live-virus vaccines. Biologicals 18,
337–343 (1990).
124. McLaren, L. C. & Holland, J. J. Defective interfering particles from
poliovirus vaccine and vaccine reference strains. Virology 60,
579–583 (1974).
125. Xue, J., Chambers, B. S., Hensley, S. E. & Lopez, C. B. Propagation and
characterization of influenza virus stocks that lack high levels of defective
viral genomes and hemagglutinin mutations. Front. Microbiol. 7, 326 (2016).
126. Gould, P. S., Easton, A. J. & Dimmock, N. J. Live attenuated influenza
vaccine contains substantial and unexpected amounts of defective viral
genomic RNA. Viruses 9, 269 (2017).
127. McCrone, J. T. et al. Stochastic processes constrain the within and between
host evolution of influenza virus. eLife 7, e35962 (2018).
128. Loney, C., Mottet-Osman, G., Roux, L. & Bhella, D. Paramyxovirus
ultrastructure and genome packaging: cryo-electron tomography of sendai
virus. J. Virol. 83, 8191–8197 (2009).
129. Cuevas, J. M., Duran-Moreno, M. & Sanjuan, R. Multi-virion infectious
units arise from free viral particles in an enveloped virus. Nat. Microbiol. 2,
17078 (2017).
130. Aguilera, E. R., Erickson, A. K., Jesudhasan, P. R., Robinson, C. M. &
Pfeiffer, J. K. Plaques formed by mutagenized viral populations have
elevated coinfection frequencies. mBio 8, e02020-16 (2017).
131. Laske, T., Heldt, F. S., Hoffmann, H., Frensing, T. & Reichl, U. Modeling the
intracellular replication of influenza A virus in the presence of defective
interfering RNAs. Virus Res. 213, 90–99 (2016).
132. Rouzine, I. M. & Weinberger, L. S. Design requirements for interfering
particles to maintain coadaptive stability with HIV-1. J. Virol. 87,
2081–2093 (2013).
133. Li, Q., Tong, Y., Xu, Y., Niu, J. & Zhong, J. Genetic analysis of
serum-derived defective Hepatitis C virus genomes revealed novel
viral cis elements for virus replication and assembly. J. Virol. 92,
e02182-17 (2018).
134. Xiao, C. T. et al. Identification of new defective interfering RNA species
associated with porcine reproductive and respiratory syndrome virus
infection. Virus Res. 158, 33–36 (2011).
135. Mawassi, M. et al. Multiple species of defective RNAs in plants infected
with citrus tristeza virus. Virology 214, 264–268 (1995).
136. Che, X., Mawassi, M. & Bar-Joseph, M. A novel class of large and infectious
defective RNAs of Citrus tristeza virus. Virology 298, 133–145 (2002).
137. Snijder, E. J., den Boon, J. A., Horzinek, M. C. & Spaan, W. J.
Characterization of defective interfering RNAs of Berne virus. J. Gen. Virol.
72, 1635–1643 (1991).
138. Hofmann, M. A., Sethna, P. B. & Brian, D. A. Bovine coronavirus mRNA
replication continues throughout persistent infection in cell culture. J. Virol.
64, 4108–4114 (1990).
139. Penzes, Z., Wroe, C., Brown, T. D., Britton, P. & Cavanagh, D.
Replication and packaging of coronavirus infectious bronchitis virus
defective RNAs lacking a long open reading frame. J. Virol. 70,
8660–8668 (1996).
140. Makino, S., Yokomori, K. & Lai, M. M. Analysis of efficiently packaged
defective interfering RNAs of murine coronavirus: localization of a possible
RNA-packaging signal. J. Virol. 64, 6045–6053 (1990).
141. van der Most, R. G., Bredenbeek, P. J. & Spaan, W. J. A domain at the 3′
end of the polymerase gene is essential for encapsidation of coronavirus
defective interfering RNAs. J. Virol. 65, 3219–3226 (1991).
Nature Microbiology | VOL 4 | JULY 2019 | 1075–1087 | www.nature.com/naturemicrobiology 1085
Review Article NATuRe MicRoBiology
142. Mendez, A., Smerdou, C., Izeta, A., Gebauer, F. & Enjuanes, L. Molecular
characterization of transmissible gastroenteritis coronavirus defective
interfering genomes: packaging and heterogeneity. Virology 217,
495–507 (1996).
143. Aaskov, J., Buzacott, K., Thu, H. M., Lowry, K. & Holmes, E. C. Long-term
transmission of defective RNA viruses in humans and Aedes mosquitoes.
Science 311, 236–238 (2006).
144. Juarez-Martinez, A. B. et al. Detection and sequencing of defective viral
genomes in C6/36 cells persistently infected with dengue virus 2. Arch.
Virol. 158, 583–599 (2013).
145. Yoon, S. W. et al. Characterization of homologous defective interfering RNA
during persistent infection of Vero cells with Japanese encephalitis virus.
Mol. Cells 21, 112–120 (2006).
146. Noppornpanth, S. et al. Characterization of Hepatitis C virus deletion
mutants circulating in chronically infected patients. J. Virol. 81, 7 (2007).
147. Pacini, L., Graziani, R., Bartholomew, L., De Francesco, R. & Paonessa, G.
Naturally occurring Hepatitis C virus subgenomic deletion mutants
replicate efficiently in huh-7 Cells and are trans-packaged in vitro to
generate infectious defective particles. J. Virol. 83, 14 (2009).
148. Lancaster, M. U., Hodgetts, S. I., Mackenzie, J. S. & Urosevic, N.
Characterization of defective viral RNA produced during persistent
infection of Vero cells with Murray Valley encephalitis virus. J. Virol. 72,
2474–2482 (1998).
149. Mandl, C. W. et al. Spontaneous and engineered deletions in the 3′
noncoding region of tick-borne encephalitis virus: construction of highly
attenuated mutants of a flavivirus. J. Virol. 72, 2132–2140 (1998).
150. Brinton, M. A. Characterization of West Nile virus persistent infections in
genetically resistant and susceptible mouse cells. I. Generation of defective
nonplaquing virus particles. Virology 116, 84–98 (1982).
151. Hasiow-Jaroszewska, B., Minicka, J., Zarzynska-Nowak, A., Budzynska, D.
& Elena, S. F. Defective RNA particles derived from Tomato black ring
virus genome interfere with the replication of parental virus. Virus Res. 250,
87–94 (2018).
152. Radloff, R. J. & Young, S. A. Defective interfering particles of
encephalomyocarditis virus. J. Gen. Virol. 64, 1637–1641 (1983).
153. Garcia-Arriaza, J., Domingo, E. & Escarmis, C. A segmented form of
foot-and-mouth disease virus interferes with standard virus: a link between
interference and competitive fitness. Virology 335, 155–164 (2005).
154. McClure, M. A., Holland, J. J. & Perrault, J. Generation of defective
interfering particles in picornaviruses. Virology 100, 408–418 (1980).
155. Lundquist, R. E., Sullivan, M. & Maizel, J. V. Jr. Characterization of a new
isolate of poliovirus defective interfering particles. Cell 18, 759–769 (1979).
156. Derdeyn, C. A. & Frey, T. K. Characterization of defective-interfering RNAs
of rubella virus generated during serial undiluted passage. Virology 206,
216–226 (1995).
157. Dimmock, N. J. & Kennedy, S. I. Prevention of death in Semliki Forest
virus-infected mice by administration of defective-interfering Semliki Forest
virus. J. Gen. Virol. 39, 231–242 (1978).
158. Barrett, A. D. & Dimmock, N. J. Properties of host and virus which
influence defective interfering virus mediated-protection of mice against
Semliki Forest virus lethal encephalitis. Brief report. Arch. Virol. 81,
185–188 (1984).
159. Fuller, F. J. & Marcus, P. I. Interferon induction by viruses. Sindbis virus:
defective-interfering particles temperature-sensitive for interferon induction.
J. Gen. Virol. 48, 391–394 (1980).
160. Finnen, R. L. & Rochon, D. M. Sequence and structure of defective
interfering RNAs associated with cucumber necrosis virus infections.
J. Gen. Virol. 74, 1715–1720 (1993).
161. Li, X. H., Heaton, L. A., Morris, T. J. & Simon, A. E. Turnip crinkle virus
defective interfering RNAs intensify viral symptoms and are generated
de novo. Proc. Natl Acad. Sci. USA 86, 9173–9177 (1989).
162. Welsh, R. M., O’Connell, C. M. & Pfau, C. J. Properties of defective
lymphocytic choriomeningitis virus. J. Gen. Virol. 17, 355–359 (1972).
163. Meyer, B. J. & Southern, P. J. A novel type of defective viral genome
suggests a unique strategy to establish and maintain persistent lymphocytic
choriomeningitis virus infections. J. Virol. 71, 6757–6764 (1997).
164. Isaacs, A. & Edney, M. Interference between inactive and active influenza
viruses in the chick embryo. II. The site of interference. Aust. J. Exp. Biol.
Med. 28, 231–238 (1950).
165. Ada, G. L. & Perry, B. T. Influenza virus nucleic acid: relationship between
biological characteristics of the virus particle and properties of the nucleic
acid. J. Gen. Microbiol. 14, 623–633 (1956).
166. Chanda, P. K., Chambers, T. M. & Nayak, D. P. In vitro transcription of
defective interfering particles of influenza virus produces polyadenylic
acid-containing complementary RNAs. J. Virol. 45, 55–61 (1983).
167. Bean, W. J., Kawaoka, Y., Wood, J. M., Pearson, J. E. & Webster, R. G.
Characterization of virulent and avirulent A/chicken/Pennsylvania/83
influenza A viruses: potential role of defective interfering RNAs in nature.
J. Virol. 54, 151–160 (1985).
168. Chambers, T. M. & Webster, R. G. Defective interfering virus associated
with A/Chicken/Pennsylvania/83 influenza virus. J. Virol. 61,
1517–1523 (1987).
169. Morgan, D. J. & Dimmock, N. J. Defective interfering influenza virus
inhibits immunopathological effects of infectious virus in the mouse.
J. Virol. 66, 1188–1192 (1992).
170. Scott, P. D., Meng, B., Marriott, A. C., Easton, A. J. & Dimmock, N. J.
Defective interfering influenza virus confers only short-lived protection
against influenza virus disease: evidence for a role for adaptive immunity in
DI virus-mediated protection in vivo. Vaccine 29, 6584–6591 (2011).
171. Murphy, D. G., Dimock, K. & Kang, C. Y. Defective interfering particles of
human parainfluenza virus 3. Virology 158, 439–443 (1987).
172. Sidhu, M. S. et al. Defective measles virus in human subacute sclerosing
panencephalitis brain. Virology 202, 10 (1994).
173. Whistler, T., Bellini, W. J. & Rota, P. A. Generation of defective
interfering particles by two vaccine strains of measles virus. Virology 220,
480–484 (1996).
174. Andzhaparidze, O. G., Boriskin, Yu,S., Bogomolova, N. N. & Drynov, I. D.
Mumps virus-persistently infected cell cultures release defective interfering
virus particles. J. Gen. Virol. 63, 499–503 (1982).
175. Portner, A. & Kingsbury, D. W. Identification of transcriptive and replicative
intermediates in Sendai virus-infected cells. Virology 47, 711–725 (1972).
176. Calain, P., Curran, J., Kolakofsky, D. & Roux, L. Molecular cloning of
natural paramyxovirus copy-back defective interfering RNAs and their
expression from DNA. Virology 191, 62–71 (1992).
177. Patel, A. H. & Elliott, R. M. Characterization of Bunyamwera virus defective
interfering particles. J. Gen. Virol. 73, 389–396 (1992).
178. Marchi, A., Nicoletti, L., Accardi, L., Di Bonito, P. & Giorgi, C.
Characterization of Toscana virus-defective interfering particles generated
in vivo. Virology 246, 125–133 (1998).
179. Sarmiento, R. E., Tirado, R. & Gomez, B. Characteristics of a respiratory
syncytial virus persistently infected macrophage-like culture. Virus Res. 84,
45–58 (2002).
180. Cooper, P. D. & Bellett, A. J. A transmissible interfering component
of vesicular stomatitis virus preparations. J. Gen. Microbiol. 21,
485–497 (1959).
181. Palma, E. L. & Huang, A. Cyclic production of vesicular stomatitis virus
caused by defective interfering particles. J. Infect. Dis. 129, 402–410 (1974).
182. Schubert, M., Keene, J. D., Lazzarini, R. A. & Emerson, S. U. The complete
sequence of a unique RNA species synthesized by a DI particle of VSV. Cell
15, 103–112 (1978).
183. Rao, D. D. & Huang, A. S. Interference among defective interfering particles
of vesicular stomatitis virus. J. Virol. 41, 210–221 (1982).
184. DePolo, N. J. & Holland, J. J. Very rapid generation/amplification of
defective interfering particles by vesicular stomatitis virus variants isolated
from persistent infection. J. Gen. Virol. 67, 1195–1198 (1986).
185. Marcus, P. I. & Gaccione, C. Interferon induction by viruses. XIX. Vesicular
stomatitis virus—New Jersey: high multiplicity passages generate
interferon-inducing, defective-interfering particles. Virology 171,
630–633 (1989).
186. Resende Rde, O. et al. Generation of envelope and defective interfering
RNA mutants of tomato spotted wilt virus by mechanical passage. J. Gen.
Virol. 72, 2375–2383 (1991).
187. Chiba, S., Lin, Y. H., Kondo, H., Kanematsu, S. & Suzuki, N. A novel
betapartitivirus RnPV6 from Rosellinia necatrix tolerates host RNA
silencing but is interfered by its defective RNAs. Virus Res. 219,
62–72 (2016).
188. Nonoyama, M., Watanabe, Y. & Graham, A. F. Defective virions of reovirus.
J. Virol. 6, 226–236 (1970).
189. Anzola, J. V., Xu, Z. K., Asamizu, T. & Nuss, D. L. Segment-specific inverted
repeats found adjacent to conserved terminal sequences in wound tumor
virus genome and defective interfering RNAs. Proc. Natl Acad. Sci. USA 84,
8301–8305 (1987).
190. Bruner, K. M. et al. Defective proviruses rapidly accumulate during acute
HIV-1 infection. Nat. Med. 22, 1043–1049 (2016).
191. Sanchez, G., Xu, X., Chermann, J. C. & Hirsch, I. Accumulation of defective
viral genomes in peripheral blood mononuclear cells of human
immunodeficiency virus type 1-infected individuals. J. Virol. 71,
2233–2240 (1997).
192. Palukaitis, P. Satellite RNAs and satellite viruses. Mol. Plant Microbe 29,
181–186 (2016).
193. Simon, A. E., Roossinck, M. J. & Havelda, Z. Plant virus satellite and
defective interfering RNAs: new paradigms for a new century. Annu. Rev.
Phytopathol. 42, 415–437 (2004).
194. Sivanandam, V., Mathews, D. & Rao, A. L. Properties of satellite tobacco
mosaic virus phenotypes expressed in the presence and absence of helper
virus. Virology 483, 163–173 (2015).
195. Krupovic, M., Kuhn, J. H. & Fischer, M. G. A classification system for
virophages and satellite viruses. Arch. Virol. 161, 233–247 (2016).
Nature Microbiology | VOL 4 | 1086 JULY 2019 | 1075–1087 | www.nature.com/naturemicrobiology
NATuRe MicRoBiology Review Article
196. Rao, A. L. & Kalantidis, K. Virus-associated small satellite RNAs and
viroids display similarities in their replication strategies. Virology 479–480,
627–636 (2015).
197. Palukaitis, P. What has been happening with viroids? Virus Genes 49,
175–184 (2014).
198. Bekliz, M., Colson, P. & La Scola, B. The expanding family of virophages.
Viruses 8, 317 (2016).
199. La Scola, B. et al. The virophage as a unique parasite of the giant mimivirus.
Nature 455, 100–104 (2008).
200. Roux, S. et al. Ecogenomics of virophages and their giant virus hosts
assessed through time series metagenomics. Nat. Commun. 8, 858 (2017).
201. Born, D. et al. Capsid protein structure, self-assembly, and processing reveal
morphogenesis of the marine virophage mavirus. Proc. Natl Acad. Sci. USA
115, 7332–7337 (2018).
202. Gong, D. et al. Virus-Like Vesicles of Kaposi’s Sarcoma-Associated
Herpesvirus Activate Lytic Replication by Triggering Differentiation
Signaling. J. Virol. 91, e00362-17 (2017).
203. Gastaminza, P. et al. Ultrastructural and biophysical characterization
of hepatitis C virus particles produced in cell culture. J. Virol. 84,
10999–11009 (2010).
204. Deschamps, T. & Kalamvoki, M. Extracellular vesicles released by herpes
simplex virus 1 infected cells block virus replication in recipient cells in a
STING-dependent manner. J. Virol. 92, e01102-18 (2018).